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Comment la polarité latérale du filament de myosine dans la myofibrille est-elle maintenue ?


Si les molécules de myosine sont correctement orientées par rapport à leur position dans les filaments de myosine, le sarcomère n'est pas fonctionnel. Mais comment est déterminée l'orientation des molécules de myosine ? Pourquoi y a-t-il une symétrie dans l'arrangement des molécules de myosine dans le filament de myosine ? Et y a-t-il des maladies associées à l'arrangement incorrect des molécules de myosine ?


Locomotion et mouvement Questions supplémentaires importantes Type de réponse très courte

Question 1.
Qu'est-ce qu'un tendon ?
Réponse:
Le tissu conjonctif dense relie les os et les muscles squelettiques.

Question 2.
Quels sont les muscles antagonistes?
Réponse:
Les. paire de muscles qui à une articulation produisent des mouvements opposés.

Question 3.
Qu'est-ce que le tétanos ?
Réponse:
L'état continu de contraction musculaire est appelé tétanos.

Question 4.
Qu'est-ce qu'un stimulus seuil ?
Réponse:
Le stimulus de force minimale qui est requis pour provoquer la contraction musculaire est appelé stimulus de seuil.

Question 5.
Qu'est-ce qu'une contraction musculaire ?
Réponse:
La contraction unique du muscle lors de la réception du stimulus est appelée contraction musculaire. (La contraction est suivie d'une relaxation).

Question 6.
Qu'est-ce que le sarcomère ?
Réponse:
L'unité fonctionnelle de la myofibrille se contracte et provoque le raccourcissement de la fibre musculaire.

Question 7.
Combien d'os sont présents dans le squelette humain ?
Réponse:
Le squelette humain contient 206 os.

Question 8.
Que sont les articulations synoviales ?
Réponse:
Ce sont des articulations librement mobiles en raison de la présence de liquide synovial dans la cavité synoviale.

Question 9.
Qu'est-ce que la locomotion ?
Réponse:
Le mouvement corporel chez les animaux d'un endroit à l'autre s'appelle la locomotion.

Question 10.
Qu'est-ce que la rigor mortis ?
Réponse:
Raideur musculaire après la mort.

Question 11.
Nommez les protéines qui aident à la contraction musculaire.
Réponse:
Myosine et actine.

Question 12.
Quelle est la fonction du liquide synovial ?
Réponse:
Le liquide synovial agit comme un lubrifiant.

Question 13.
Qu'est-ce qu'une articulation pivot ?
Réponse:
L'articulation permet les mouvements de rotation ou de rotation, par exemple, entre l'atlas et l'axe vertébral.

Question 14.
Laquelle des articulations mobiles fait l'articulation de la hanche ?
Réponse:
Articulation à rotule et à douille.

Question 15.
Quel muscle se contracte pour que votre paume soit tournée vers le haut ?
Réponse:
Supinateur.

Question 16.
Combien d'os y a-t-il dans le crâne humain ?
Réponse:
29

Question 17.
Quel type d'articulation mobile est l'articulation du genou ?
Réponse:
Articulation de charnière.

Question 18.
Nommez la bande de l'articulation squelettique qui permet les mouvements dans un seul plan.
Réponse:
Articulation de charnière.

Question 19.
Faites la différence entre la bande A et la bande I.
Réponse:

  • La bande A est une bande sombre contenant des filaments de myosine.
  • La bande I est une bande lumineuse ayant des filaments fins.

Question 20.
Quel est le nombre total d'os dans notre corps?
Réponse:
206.

Question 21.
Nommez les cinq catégories différentes de vertèbres de votre colonne vertébrale.
Réponse:

Question 20.
Où à l'intérieur des os sont produites les cellules sanguines?
Réponse:
La moelle osseuse des os longs.

Question 23.
Donnez un exemple de joint à rotule.
Réponse:
Articulation de l'épaule.

Locomotion et mouvement Questions supplémentaires importantes Type de réponse courte

Question 1.
Énumérez la fonction mécanique du squelette.
Réponse:

  1. Il fournit un cadre rigide du corps et une forme définie aux organes.
  2. Il supporte le poids du corps.
  3. Il protège les organes internes.
  4. Ses os longs fonctionnent comme un levier.
  5. Les muscles squelettiques avec des bandes de tissu conjonctif flexibles appelés tendons en association avec l'endosquelette et les articulations donnent la locomotion et les mouvements à différentes parties du corps.

Question 2.
Énumérez certaines fonctions biologiques du squelette.
Réponse:

  1. Fournit une surface d'attache aux muscles.
  2. Sert de dépôt de stockage de minéraux de calcium et de phosphate.
  3. Agir dans l'érythropoïèse.
  4. Les osselets de l'oreille aident à la propagation des ondes sonores.
  5. La moelle osseuse rouge présente à l'intérieur de la cavité médullaire des os longs tels que le fémur, l'humérus et dans les interstices des os spongieux des vertèbres, du sternum, de l'omoplate, etc. aide à la formation de globules rouges, de globules blancs et de plaquettes sanguines. Ce processus est connu sous le nom d'hémopoïèse.

Question 3.
Énumérez les différents modes de locomotion et de déplacement dans l'hydre.
Réponse:

  1. Contraction et expansion
  2. Se pencher et se balancer
  3. Bouclage
  4. Faire des sauts périlleux.
  5. Flottant
  6. Glissement
  7. Nager
  8. Marche à pied.

Question 4.
Quelles sont les différentes molécules présentes dans les muscles ?
Réponse:

  1. Protéines contractiles à savoir. actine, myosine et tropomyosine.
  2. Enzymes et autres protéines comme la troponine.
  3. Les glucides comme substrat énergétique.
  4. L'énergie porte à savoir. ATP, ADP, AMP et CP.
  5. Ions à savoir. Na + , K + , Mg ++ , Ca + , CI + .

Question 5.
Différencier contraction isotonique et isométrique
Réponse:

Contraction isotonique Contraction isométrique
1. Il y a un changement dans la forme des muscles. 1. Il n'y a pas de changement dans la forme des muscles
2. Les muscles maintiennent la tension. 2. Les muscles maintiennent la longueur.
3. Les muscles se contractent et la charge est soulevée 3. Les muscles se contractent contre une charge qui ne peut pas être soulevée.

Question 6.
Une fibre musculaire rouge travaille pendant une période prolongée, alors qu'une fibre musculaire blanche se fatigue, pourquoi ?
Réponse:
Les fibres musculaires rouges contiennent de la myoglobine, un pigment stockant de l'oxygène et un grand nombre de mitochondries, de sorte qu'elles peuvent avoir de l'O2 l'approvisionnement pour la respiration aérobie et la libération d'énergie pendant une période plus longue.

Les fibres musculaires blanches n'ont pas de pigment de myoglobine. Ils sont confrontés à une pénurie d'O2 et beaucoup dépend de la respiration anaérobie, donc ils se fatiguent rapidement.

Question 7.
Quels sont les principaux types d'articulations présentes dans le corps humain ?
Réponse:
Les types d'articulations présentes dans le corps de l'homme sont :
1. Articulations fixes ou fibreuses : Il n'y a aucun mouvement dans les articulations articulées, en raison de la présence de tissu fibreux blanc dur, inextensible, par exemple les os du crâne.

2. Articulations légèrement mobiles ou cartilagineuses : Un mouvement limité est possible dans les os articulés. Un disque dense de cartilage blanc rejoint les surfaces articulaires, par exemple les vertèbres et la symphyse publique.


Différents types d'articulations

3. Articulations librement mobiles ou synoviales : la libre circulation est possible en raison de la présence de liquide synovial dans la cavité synoviale, entre les os de l'articulation, par exemple, l'articulation de la charnière, l'articulation sphérique.

Question 8.
Quels sont les avantages du mouvement des parties du corps ?
Réponse:
Le mouvement présente les avantages suivants :

  1. Avec un changement de posture corporelle et de mouvement des membres, l'équilibre du corps est maintenu.
  2. Le mouvement des membres provoque la locomotion.
  3. La nourriture est capturée par le mouvement des tentacules, des membres, de la mâchoire, de la langue, etc. chez différents animaux.
  4. Les changements dans l'environnement environnant peuvent être détectés par le mouvement du globe oculaire, du pavillon, etc.
  5. La circulation sanguine est possible par le mouvement du cœur.
  6. Le mouvement du diaphragme provoque l'inspiration et l'expiration (respiration).

Question 9.
Quels sont les avantages de la locomotion ?
Réponse:
Les mouvements corporels ou la locomotion présentent les avantages suivants :

  1. Il permet au corps de le déplacer entièrement d'un endroit à l'autre.
  2. Il protège l'organisme de la prédation.
  3. Il aide les animaux à faire la recherche de leur nourriture et d'autres besoins nutritionnels.
  4. Il aide l'animal à chercher un partenaire pour la reproduction.

Question 10.
Dessinez un diagramme étiqueté de l'articulation trouvée entre la ceinture pelvienne et le fémur. Ecrivez également le type de ce joint.
Réponse:
Type d'articulation : L'articulation entre les os du bassin et du fémur est une articulation synoviale à rotule.

Articulation sphérique synoviale entre le bassin et le fémur

Question 11.
Pourquoi le mouvement et la locomotion sont nécessaires chez les animaux ?
Réponse:
Le mouvement et la locomotion sont nécessaires chez les animaux pour leur survie. Il leur permet de se procurer de la nourriture, de chercher un abri, de trouver des partenaires, de se protéger des prédateurs et d'effectuer de nombreuses autres activités de la vie.

Question 12.
Élucider les types de mouvements trouvés chez les animaux.
Réponse:
Les mouvements entre les animaux varient considérablement. Le mouvement implique trois mécanismes de base.
Ceux-ci sont:

Le mouvement amiboïde est typique d'Amoeba. L'amibe se déplace à l'aide de pseudopodes. Le mouvement amiboïde aide également à la capture de la nourriture et au changement de lieu.

La même méthode de mouvement est également utilisée par les leucocytes, comme les phagocytes et les macrophages du système lymphatique humain pour l'engloutissement de l'antigène et la migration du liquide circulatoire. Chez les protozoaires, un mouvement ciliaire est observé. Le mouvement musculaire est le mécanisme de base utilisé chez la majorité des vertébrés, y compris les humains. La plupart des animaux multicellulaires possèdent des fibres musculaires pour le mouvement de différents organes et la locomotion.

Question 13.
Qu'est-ce que le muscle ? Écrivez les noms des différents types de muscles?
Réponse:
La locomotion chez l'homme dépend des mouvements des fibres musculaires (cellules musculaires). Les muscles sont constitués de fibres contractiles qui à leur tour sont formées de myofibrilles. Chez l'homme, les muscles représentent près de 40 % à 50 % du poids corporel total.

Les muscles sont généralement classés en trois catégories.

  1. Muscles squelettiques : Ceux-ci sont attachés aux os par des tendons et aident au mouvement de la partie du squelette. Ces muscles sont sous le contrôle de l'esprit conscient et peuvent être déplacés vers le mur.
    Les muscles squelettiques sont appelés muscles volontaires.
  2. Muscles cardiaques : ceux-ci sont également striés et se produisent exclusivement sur le cœur.
  3. Muscles lisses : Ce sont des muscles involontaires et non striés et sont innervés par le système nerveux autonome.

Question 14.
Comment le muscle squelettique se contracte-t-il ?
Réponse:
Pendant la contraction, les filaments d'actine et de myosine glissent les uns sur les autres pour réduire la longueur des sarcomères. Les filaments d'actine se déplacent vers l'intérieur vers le centre du sarcomère. Les têtes des filaments de myosine fonctionnent comme des « crochets » et s'attachent à la F-actine, elles forment des ponts croisés, puis changent de configuration relative et tirent les filaments d'actine.

En conséquence, les lignes Z limitant les sarcomères sont rapprochées, mais la longueur des bandes A reste inchangée. Les bandes I réduisent en longueur.

Cependant, le résultat net est le raccourcissement du sarcomère. Le filament d'actine glisse hors de la bande A, ce qui entraîne l'allongement du sarcomère.

Question 15.
Qu'est-ce que l'arthrite? Comment est-ce causé?
Réponse:
Il s'agit d'un trouble des os dans lequel les tissus fibreux sont attachés aux os et s'ossifient, rendant les articulations immobiles.

Elle est causée par l'inflammation des articulations. Il s'agit de plusieurs types, par exemple, la polyarthrite rhumatoïde, l'arthrose et l'arthrite goutteuse.

Question 16.
Écrivez les noms des facteurs qui sont responsables de l'ostéoporose.
Réponse:
Les déséquilibres d'hormones comme la thyrocalcitonine, les hormones parathyroïdiennes et sexuelles, les carences en calcium et en vitamine D sont les principaux causatifs.

Question 17.
Comment les articulations aident-elles au mouvement? Expliquer.
Réponse:
Une articulation synoviale ou mobile est une articulation qui permet le mouvement des os de manière à ce qu'ils puissent se déplacer largement les uns sur les autres. Dans les articulations, il existe un espace appelé cavité synoviale. Cette cavité reste remplie d'un liquide appelé liquide synovial.

Le mouvement d'un organe se produit en raison de la traction des os. Le mouvement a lieu le long des articulations qui agissent comme le pivot du foie. En fait, les articulations fonctionnent comme un levier. En raison de la présence d'un certain nombre d'articulations, le mouvement des différentes parties du corps et de tout le corps est possible.

Question 18.
Comment le calcium affecte le processus de contraction musculaire ?
Réponse:
Les fibres musculaires sont excitables. Normalement, une impulsion nerveuse arrivant à la jonction neuromusculaire initie une réponse contractile. Un neurotransmetteur libéré à la jonction neuromusculaire pénètre dans le sarcomère par son canal membranaire. L'ouverture du canal entraîne également l'afflux de Na+ à l'intérieur du sarcomère et génère un potentiel d'action dans la fibre musculaire.

Le réticulum sarcoplasmique libère le Ca ++ stocké, qui se lie aux sites spécifiques présents sur le composant troponine du filament mince. En conséquence, les sites actifs présents sur les molécules d'actine F sont exposés. Ces sites sont spécifiques de la tête de myosine, qui présente comme activité l'ATP dépendant de Mg++.

Lors de la relaxation du muscle, le Ca ++ est renvoyé dans le réticulum sarcoplasmique. En conséquence, le composant troponine devient libre. Le pont croisé se brise et le filament fin occupe sa position normale. Le muscle se détend.

Question 19.
Écrivez la différence entre les articulations mobiles et les articulations immobiles.
Réponse:

Articulations mobiles Articulations immobiles
1. Les surfaces articulaires sont maintenues en contact étroit par une capsule fibreuse et un liquide synovial glissant se forme dans l'espace entre les surfaces articulaires de l'os. 1. Les os articulés de cette articulation sont fermement maintenus ensemble par des bandes denses de tissu fibreux blanc inextensible et résistant.
2. Il permet un mouvement considérable des os de l'articulation. 2. Il ne permet aucun mouvement des os de l'articulation.

Question 20.
Remplir les espaces vides:
Réponse:

  1. La troponine fait partie du filament de myosine.
  2. La tête de la myosine a une activité passive AT.
  3. Les os du rayon humérus et du cubitus se trouvent dans l'avant-bras.
  4. Le cotyle est présent dans la ceinture pelvienne.
  5. Le joint à rotule est une ceinture mobile.

Question 21.
Faire correspondre la colonne I avec la colonne II

Colonne I Colonne - II
(a) Muscle lisse (i) Myoglobine
(b) Tropomyosine (ii) Levier de troisième classe
(c) Muscle rouge (iii) Filament fin
(d) Crâne (iv) Sutures
(e) Avant-bras (v) Involontaire

Colonne I Colonne - II
(a) Muscle lisse (v) Involontaire
(b) Tropomyosine (iii) Filament fin
(c) Muscle rouge (i) Myoglobine
(d) Crâne (iv) Sutures
(e) Avant-bras (ii) Levier de troisième classe

Question 22.
Qu'est-ce qu'un joint ? Écrivez son type avec un exemple.
Réponse:
Les articulations sont le lieu d'articulation entre deux ou plusieurs os ou entre un os et un cartilage. En raison de la présence d'un certain nombre d'articulations, le mouvement des différentes parties du corps et de l'ensemble du corps est possible.

Il existe trois types d'articulations :

  1. Articulations fixes ou immobiles : Il n'y a pas d'espace entre les os. Ils sont attachés très étroitement à l'aide de tissu conjonctif fibreux blanc.
  2. Légèrement mobile ou cartilagineux : C'est une articulation entre les os qui permet un très petit mouvement.
  3. Articulations mobiles ou synoviales : C'est une articulation qui permet le mouvement des os articulés de telle sorte qu'ils puissent se déplacer largement les uns sur les autres. Dans de telles articulations, une vanité synoviale est présente.

Question 23.
Quel est le rôle de la ceinture dans le squelette ?
Réponse:
Les os de la ceinture assurent une connexion entre le squelette axial et les membres. Les deux ceintures sont nommées ceintures pectorales et pelviennes. Chaque ceinture est formée de deux moitiés.

Locomotion et mouvement Questions supplémentaires importantes Type de réponse longue

Question 1.
(a) Au cours de la contraction musculaire, quels sont les changements chimiques qui se produisent. Décrivez sous une forme répertoriée.
Réponse:
Les principaux événements chimiques qui se produisent lors de la contraction musculaire décrits par Albert Szent Gyorgi sont
1. L'acétylcholine est libérée des vésicules à la jonction neuromusculaire. Il stimule le muscle.

2. Hydrolyse de l'ATP en présence de Ca ++ et Mg ++ Énergie consommée lors de la contraction musculaire.

3. L'ADP est rechargé en prenant du phosphate de créatine phosphate (CP).

4. Pendant la relaxation, la créatine est phosphorylée, l'énergie étant fournie par la conversion anaérobie du glycogène musculaire en acide lactique.
Créatine + ATP — Création-phosphate + ADP

5. L'énergie libérée par l'hydrolyse de l'ATP provoque la rotation des têtes de myosine et rapproche les filaments d'actine, le complexe d'actomyosine se forme, finalement, le sarcomère se raccourcit.

6. Ca ++ est activement transporté vers le réticulum sarcoplasmique, plus de Ca ++ disponible pour la dégradation de l'ATP, plus d'énergie disponible pour une contraction ultérieure du sarcomère.

7. Une partie de l'énergie est utilisée en cassant des ponts transversaux et le muscle se détend.

(b) Quels sont les principaux groupes de vertèbres de la colonne vertébrale de l'homme ?
Réponse:
Il existe 5 groupes de vertèbres à savoir cervicale, thoracique, lombaire, sacrée et coccygienne.
(La formule vertébrale est C7, T12, L5, C3-5 = 32 – 34).

Question 2.
(a) A quoi sert le mouvement des parties externes du corps par rapport à l'axe du corps chez les animaux ?
Réponse:

  1. Le mouvement des membres, des appendices, de la tête et du tronc sert à modifier la posture du corps pour maintenir l'équilibre contre la gravité.
  2. Les mouvements des membres sont des conditions préalables à la réalisation de la locomotion.
  3. La préhension de la nourriture implique le mouvement de la langue, des mâchoires, du museau, des tentacules, des membres et des appendices chez différents animaux.
  4. Le mouvement des globes oculaires et du pavillon de l'oreille aide à collecter des informations de l'environnement extérieur.

(b) Que sont les articulations fibreuses et cartilagineuses et leur fonction biologique ?
Réponse:

  1. Articulation fibreuse : Les os articulés sont fermement maintenus ensemble par les bandes denses de tissus fibreux blancs inextensibles et résistants. Ils assurent la résistance et le soutien du corps ou la protection des structures délicates qui ne peuvent supporter aucune déformation.
  2. Articulations cartilagineuses : Dans les articulations cartilagineuses, un disque dense de fibrocartilage blanc relie les surfaces opposées des os articulés les unes aux autres. Cela permet un mouvement limité au niveau des articulations.

(c) Expliquez les muscles antagonistes.
Réponse:
Muscles antagonistes : Les muscles antagonistes sont ceux qui se contractent pour produire des mouvements opposés au niveau de la même articulation. Lorsqu'un muscle se contracte pour produire un mouvement, son antagoniste doit se détendre pour permettre à ce mouvement d'avoir lieu, par exemple, le biceps est un FLEXER pour l'articulation du coude et le triceps est un antagoniste et un EXTENSEUR pour cette articulation.

Lors de la flexion du coude, le biceps se contracte et le triceps se relâche, lors de l'extension au niveau de la même articulation le triceps se contracte et le biceps se détend.

(d) Distinguer les contractions musculaires du tétanos ou expliquer les contractions musculaires et le tétanos.
Réponse:
Une seule contraction isolée causée par une seule impulsion nerveuse ou un choc électrique est appelée contraction musculaire. Immédiatement après la brève contraction, les fibres musculaires se détendent.

Le tétanos est un état continu de concentration causé par de nombreux stimuli répétés. Une tension beaucoup plus élevée est développée dans le tétanos que dans une contraction isolée. Presque toutes nos activités quotidiennes sont réalisées par des contractions tétaniques des muscles.

Question 3.
Comment les filaments épais et minces sont-ils disposés dans une fibre musculaire ?

relation entre les filaments d'actine et de myosine dans les états étirés et contractés
Réponse:
Chaque muscle strié contient de fins filaments d'actine et d'épais filaments de myosine. Ces filaments sont disposés longitudinalement à l'intérieur des bandes I claires et des bandes A sombres respectivement. Les filaments d'actine et de myosine restent réticulés entre eux dans la myofibrille.Les sarcomères sont les rangées d'unités fonctionnelles dans chaque myofibrille, chacune s'étendant à partir de la ligne Z sombre de la bande I suivante. Chaque sarcomère comprend donc une bande A au milieu avec 2 demi-bandes I sur ses deux faces.

À partir de chaque ligne Z, les filaments d'actine à travers la moitié de la bande I se mélangent aux extrémités des filaments de myosine dans la bande A. La myofibrille est entourée à chaque bande I par les tubules et citernes du réticulum sarcoplasmique et à chaque jonction des bandes A et I par un tubule TI communiquant avec l'extérieur de la cellule, comme le montre la figure. La relation entre l'actine (filament fin) et la myosine (filament épais).


Quelles étapes sont impliquées dans le powerstroke de la myosine?

Chaque protéine motrice de la myosine possède une activité ATPase et fonctionne de manière cyclique qui couple la liaison et l'hydrolyse de l'ATP à un changement de conformation de la protéine. Ce processus est connu sous le nom de &lsquopowerstroke cycle&rsquo (examiné dans [1] [2] [3] ) et est décrit dans les étapes ci-dessous en utilisant la myosine II comme exemple. T

Le mécanisme &ldquopower stroke&rdquo pour le mouvement de la myosine le long des filaments d'actine :

La direction dans laquelle le filament d'actine sera déplacé est dictée par l'orientation structurelle de la myosine par rapport au filament. Un cycle complet d'hydrolyse de l'ATP produit un seul &lsquostep&rsquo ou mouvement de myosine le long du filament d'actine. Ce processus est régulé par des changements dans la concentration de calcium libre intracellulaire (examiné dans [4] ). Les étapes impliquées sont détaillées ci-dessous :

Étape 1 : À la fin du cycle de mouvement précédent et au début du cycle suivant, la tête de myosine est dépourvue d'ATP lié et elle est attachée au filament d'actine dans une conformation de très courte durée connue sous le nom de « conformation lsquorigor ».

Étape 2 : la liaison de l'ATP au domaine de la tête de myosine induit un petit changement de conformation dans le site de liaison à l'actine qui réduit son affinité pour l'actine et provoque la libération du filament d'actine par la tête de myosine.

Étape 3 : la liaison ATP provoque également un grand changement de conformation dans le « bras de levier » de la myosine qui plie la tête de la myosine dans une position plus éloignée le long du filament. L'ATP est ensuite hydrolysé, laissant le phosphate inorganique et l'ADP liés à la myosine.

Étape 4 : La tête de myosine est faiblement en contact avec le filament d'actine et un léger changement de conformation se produit sur la myosine qui favorise la libération du phosphate inorganique.

Étape 5 : La libération de phosphate inorganique renforce l'interaction de liaison entre la myosine et l'actine et déclenche par la suite le &lsquopower stroke&rsquo. Le coup de puissance est l'étape génératrice de force clé utilisée par les protéines motrices de la myosine. Des forces sont générées sur le filament d'actine lorsque la protéine myosine revient à sa conformation d'origine.

Étape 6 : Au fur et à mesure que la myosine retrouve sa conformation d'origine, l'ADP est libérée, mais la tête de myosine reste étroitement liée au filament à une nouvelle position d'où elle a commencé, ramenant ainsi le cycle au début.


Matériaux et méthodes

Construction d'un vecteur d'expression de chaîne lourde GFP::myosine

La chaîne lourde de myosine était codée par un ADNc de myosine de poulet embryonnaire qui avait été marqué par un épitope comme décrit précédemment (Kinose et al., 1996 Molina et al., 1987). La fusion de chaîne lourde GFP::myosine a été construite dans le vecteur d'expression de GFP pS65T-C1 (CLONTECH Laboratories, Inc., Palo Alto). L'extrémité 5' de la région codante GFP à travers un PmlLe site de restriction I a été dérivé du vecteur pS65T-C1. L'extrémité 3' de la région codante de la GFP est dérivée d'un variant de GFP à repliement rapide et thermiquement stable, GFP5 (Siemering et al., 1996). Ce segment a été amplifié par PCR à partir du vecteur pcGFP5 et modifié pour inclure une séquence de liaison de six bases avec un KpnI site pour fusion à la séquence codant pour la myosine en utilisant l'amorce PCR 5' CAA GGA CGA CGG GAA CTA CAA GAC et l'amorce 3' CAT GGG TAC CTT GTA TAG TTC ATC CAT GCC. Le produit PCR de 436 pb a été coupé avec Pmlmoi et KpnI et cloné avec un KpnJE-BamInsert HI contenant la séquence complète de la chaîne lourde de la myosine dans Pmlmoi et BamHI coupe pS65T-C1. Le vecteur résultant de 10,6 pb, pGFP5-MHC (chaîne lourde de myosine), a été utilisé comme base pour toutes les transfections et mutagenèse. Les mutations FHC ont été introduites dans la région codant pour la myosine par mutagenèse PCR. Ces segments ont été clonés dans des sites de restriction uniques du vecteur d'expression de base puis confirmés par séquençage.

Préparation et transfection de cardiomyocytes embryonnaires

Des cultures primaires de cardiomyocytes de poulet ont été préparées à partir d'embryons de poulet leghorn blancs au stade 26-30 (Hamburger et Hamilton, 1992). Les cœurs ont été excisés de 1 à 2 douzaines d'embryons, le péricarde et les oreillettes ont été retirés et des cardiomyocytes ventriculaires ont été préparés en utilisant un bref traitement à la trypsine suivi d'une digestion à la collagénase comme décrit précédemment (Moncman et Wang, 1995). La couche supérieure du culot cellulaire a été enrichie en cardiomyocytes et a été remise en suspension dans 5 % de FBS/DMEM, comptée et étalée à 1 × 10 4 cardiomyocytes/cm 2 sur des lamelles de verre ou des boîtes de culture tissulaire à fond de verre 35 mm qui ont été prétraitées avec 10 µg/ml de laminine de cellules EHS de souris (Colognato et al., 1999). Les cellules sont maintenues dans 5% FBS, DMEM sans glutamine à 37°C et 5% CO2 et laissé récupérer pendant 24 heures avant la transfection. Pour l'observation fluorescente, les cardiomyocytes ont été déplacés à 5 % de FBS dans du milieu DMEM/F12 tamponné Hepes sans rouge de phénol (Life Sciences, Gaitherburg, MD).

L'ADN du vecteur d'expression utilisé dans les tests de transfection a été purifié sur des gradients de CsCl (Moncman et al., 1993) avant la transfection avec le réactif Fugene 6 (Boehringer Mannheim, Allemagne). Le mélange de transfection contenait 2 ug d'ADN vecteur et 4 ul de Fugene par boîte de 35 mm. Les cellules ont été incubées pendant 18 heures avec ce mélange puis transférées dans du milieu frais.

Microscopie par immunofluorescence et anticorps

Les cellules ont été traitées pour l'immunofluorescence 48 à 120 heures après la transfection essentiellement comme décrit précédemment (Kinose et al., 1996). Les cellules ont été incubées avec des anticorps primaires à 2 g/μl pendant 1 heure à température ambiante ou pendant une nuit à 4°C. Les anticorps secondaires marqués à la rhodamine ont été dilués au 1:600 ​​dans 1 % de BSA, 0,05 % de Tween dans du PBS. Les lamelles ont été lavées abondamment avec du PBS avant de sceller la surface sur une lame de verre avec un milieu de montage de garde FITC (Molecular Probes, Eugene, OR). Les anticorps monoclonaux (mAb) 12C5.3 et 10F12.3 réagissent spécifiquement avec la myosine du muscle squelettique de poulet (Winkelmann et al., 1995 Winkelmann et al., 1993). mAb F18 réagit avec les chaînes lourdes de myosine musculaire striée (Miller et al., 1989). Le mAb RT11 réagit avec la région répétée PEVK de la titine (Moncman et Wang, 1996) et le mAb N114 réagit avec la forme spécifique cardiaque de la nébuline (Moncman et Wang, 1995). Les cardiomyocytes étaient sous-confluents 72 heures après la transfection lorsqu'ils ont été fixés et colorés pour la notation.

Microscopie

Les images numériques ont été collectées sur un microscope à fluorescence inversé Olympus IX70 (Olympus America Inc., Melville, NY) avec une caméra CCD refroidie MicroMax (Roper Scientific, Princeton, NJ) en utilisant le logiciel d'analyse d'images IpLab (Scanalytics Inc., Fairfax, VA). Des expériences d'imagerie de cellules vivantes et de time-lapse ont été réalisées avec un micro-incubateur PDMI-2 et une pompe à perfusion (Harvard Apparatus Inc., Holliston, MA). Les cellules ont été étalées sur des inserts de lamelle en verre de 12 mm revêtus de laminine dans des boîtes de culture de 35 mm. Des images de contraste d'interférence différentiel (DIC) de cardiomyocytes en contraction ont été enregistrées avec un objectif Plan Apo 100 × 1,3 NA et une caméra CCD Hamamatsu C2400 avec un processeur d'image Argus 20 (Hamamatsu USA Inc., Bridgewater, NJ). Des séquences vidéo numérisées ont été collectées à 30 images/seconde et analysées avec le logiciel d'analyse d'images IpLab en utilisant un script pour la détection et le suivi des lignes z.

Vecteurs adénoviraux pour l'expression de la GFP-myosine

Les régions codantes complètes des ADNc WT et mutants de GFP-myosine ont été excisées des vecteurs pGFP5-MHC à un flanquant unique Nhémoi et Bamsites de restriction HI et clonés entre un promoteur CMV amélioré et une séquence signal de polyadénylation SV40 dans un vecteur navette AdEasy modifié, pCMVShuttle (He et al., 1998). L'ADN d'adénovirus recombinant a été préparé par recombinaison homologue de vecteurs navettes avec le vecteur pAdEasy1 dans E. coli souche BJ5183 essentiellement comme décrit précédemment (Chow et al., 2002 He et al., 1998). Les colonies ont été sélectionnées pour leur résistance à la kanamycine et l'ADN plasmidique a été caractérisé par digestion de restriction. L'ADN du vecteur recombinant a été sous-cloné dans E. coli Les cellules DH10B et le plasmide pAdGFP-MHC de 38 kb ont été purifiés par gradient de densité CsCl. Des cellules 293 humaines ont été transfectées avec de l'ADN pAdGFP-MHC linéarisé comme décrit précédemment (Chow et al., 2002). L'adénovirus recombinant a été récolté une fois que les plaques virales étaient évidentes et qu'environ 50 % des cellules étaient arrondies et se détachaient de la surface. Les stocks de virus ont été amplifiés et le titre de virus a été déterminé par infection du confluent 293. Des titres de virus de 10 10 à 10 11 unités formant plaque (PFU)/ml ont été obtenus en routine.

Infection adénovirale des myotubes C2C12 et préparation de GFP-myosine

Le maintien de la lignée cellulaire myogénique de souris, C2C12 (CRL 1772 American Type Culture Collection, Rockville, MD), a été décrit en détail ailleurs (Chow et al., 2002 Kinose et al., 1996). Pour l'isolement de la GFP-myosine, les myoblastes ont été étalés sur des boîtes de culture tissulaire de 100 mm qui avaient été prétraitées avec 10 ug/ml de laminine de souris. Les cellules ont été ensemencées à une densité initiale de 7,5.10 4 cellules/cm 2 . Les cellules à 60-70% de confluence ont été induites à se différencier en les commutant dans un milieu de fusion. Les cellules ont été infectées avec AdGFP-MHC environ 48 heures plus tard à une multiplicité d'infection (MOI) de 1000 à 3000 dans du milieu frais, et l'incubation a été poursuivie pendant 24 à 36 heures supplémentaires. Le milieu a été changé quotidiennement après infection. La myosine a été isolée à partir de boîtes de 10 à 20 100 mm de myotubes C2C12 infectés comme décrit précédemment (Kinose et al., 1996). Une purification supplémentaire par chromatographie échangeuse d'ions sur une colonne Mono Q HR5/5 (Pharmacia, Piscataway, NJ) a été effectuée dans 40 mM de pyrophosphate de sodium pH 7,5, 1 mM de DTT et la myosine a été éluée avec un gradient linéaire 0-0,5 M de NaCl.

Tests de motilité et analyse des données


Le BDM (2,3-butanedione monoxime), un inhibiteur de l'interaction myosine-actine, supprime la myofibrillogenèse dans les cellules musculaires squelettiques en culture

Au cours de la phase initiale de la myofibrillogenèse dans les cellules musculaires en développement, la majorité des filaments minces sont parallèles et présentent une polarité et une position spatiale correctes avec des filaments épais, comme dans les myofibrilles matures. Étant donné que la myosine est connue pour fonctionner comme un accélérateur de la polymérisation de l'actine in vitro, il a été postulé que l'interaction myosine-actine est importante dans la phase initiale de la myofibrillogenèse. Pour clarifier davantage le rôle de l'interaction actine-myosine dans la formation de myofibrilles au cours du développement, le BDM (2, 3-butanedione 2-monoxime), un inhibiteur de la myosine ATPase, a été appliqué à des cultures primaires de muscle squelettique pour inhiber l'activité de la myosine pendant la myofibrillogenèse, et la formation de myofibrilles a été examinée. Lorsque 10 mM de BDM ont été ajoutés aux myotubes juste après la fusion et que les cultures ont été maintenues pendant 4 jours supplémentaires, les myofibrilles striées ont à peine été observées en microscopie à fluorescence lorsqu'elles ont été examinées par coloration avec des anticorps contre l'actine, la myosine, la troponine et l'alpha-actinine, alors que dans les myotubes témoins non exposés au BDM, des structures sarcomériques typiques ont été détectées. La microscopie électronique a révélé un arrangement désorganisé des myofilaments et des structures sarcomériques incomplètes dans les myotubes traités par BDM. Ainsi, la formation de myofibrilles striées a été remarquablement supprimée dans les myotubes traités par BDM. Lorsque les myotubes cultivés dans des milieux contenant du BDM ont été transférés dans des milieux témoins, des structures sarcomériques se sont formées en 2-3 jours, suggérant que l'effet inhibiteur du BDM sur les myotubes est réversible. Ces résultats suggèrent que l'interaction actine-myosine joue un rôle essentiel dans le processus précoce de la myofibrillogenèse.


Discussion

Un nombre croissant de protéines sont identifiées dans le sarcomère, qui ne correspondent pas à une vision plus traditionnelle du sarcomère en tant que structure statique d'une grande régularité (Sanger et Sanger, 2001). Certaines de ces nouvelles protéines combinent un rôle structurel avec des fonctions de signalisation, comme l'obscurine, régulateur de protéine G géante à épissure différentielle, qui se localise sur le disque Z sarcomérique dans les cœurs en développement précoce, mais se retrouve plus tard dans la bande M (Young et al. , 2001).

MURF2 appartient à la famille MURF des protéines à doigt de zinc RING/B-box spécifiques du muscle (Centner et al., 2001) identifiées pour la première fois par Spencer et al. (Spencer et al., 2000) dans une recherche de ligands du sérum facteur de réponse (SRF). Un deuxième membre MURF, MURF1, a été identifié comme un ligand de la titine proche de la bande M, et à environ 12 nm N-terminal du domaine kinase. Il a donc été supposé que les MURF pourraient être des régulateurs du domaine de la titine kinase (Centner et al., 2001). Dans le muscle cardiaque adulte, MURF1 a été trouvé à la fois au niveau du disque Z et la bande M MURF3 a été attribuée au disque Z. Il a été récemment proposé que MURF1 joue un rôle dans l'assemblage de filaments épais (McElhinny et al., 2002). Cependant, une souris knock-out pour MURF1 ne présente aucun défaut dans la myofibrillogenèse primaire (Bodine et al., 2001), mais plutôt une résistance à l'atrophie en accord avec la régulation à la hausse de MURF1 dans ces conditions. Ces observations suggèrent que les fonctions de MURF1 dans l'assemblage des myofibrilles sont en partie redondantes ou superflues. Pour comprendre les fonctions MURF, une analyse détaillée du rôle dans l'assemblage des myofibrilles est clairement nécessaire. Les études précédentes sur MURF1 et MURF3 se sont concentrées sur les myocytes cardiaques, où l'assemblage primaire des myofibrilles ne peut pas être étudié en raison des myofibrilles préformées. Dans cette étude, nous présentons donc la première analyse temporelle détaillée d'une protéine MURF, MURF2, au cours de la différenciation myogénique dans le muscle squelettique.

MURF2 a été isolé sur des billes d'affinité d'un fragment de titine de bande A (Iakovenko et Gautel, 2000) contenant le site de liaison pour MURF1, probablement en raison de sa capacité à former des hétérodimères avec MURF1 et MURF3 (Centner et al., 2001) Spencer et al ., 2000). Cependant, nous démontrons ici pour la première fois que MURF2 présente également des propriétés intrinsèques de liaison à la titine qui peuvent contribuer à la localisation cellulaire près de la bande M des sarcomères cardiaques matures. Alors que MURF1 semble rester exprimé dans tous les muscles striés à tous les stades de différenciation, nous constatons que MURF2 est régulé à la baisse dans les myotubes squelettiques matures et est exclu des sarcomères squelettiques matures. Ces résultats sont en bon accord avec l'analyse Northern Blot qui suggère que MURF2 est exprimé au mieux faiblement dans les tissus cardiaques et squelettiques adultes (Centner et al., 2001), et que MURF1 est fortement exprimé dans le muscle cardiaque fœtal (Dai et Liew, 2001 ). Nos données ainsi que celles de Spencer et al. (Spencer et al., 2000) montrent que les protéines MURF3 et MURF2 sont des protéines associées aux microtubules mais que l'expression et la localisation restent distinctes, indiquant que MURF2 et MURF3 pourraient remplir des tâches différentes au cours de la différenciation. Alors que MURF3 a été détecté dans les myoblastes en prolifération et dans les muscles squelettiques et cardiaques adultes (Spencer et al., 2000), MURF2 montre une dynamique temporelle dans son expression dans les cellules musculaires squelettiques avec les niveaux les plus élevés tôt après le début de la différenciation (Fig. 2A, B) .

Au cours de la différenciation, la distribution MURF2 suit la réorganisation morphologique subie par le cytosquelette des microtubules (Fischman, 1970Gundersen et al., 1989Okazaki et Holtzer, 1965). Aux premiers stades de la différenciation, l'anticorps MURF2 colore des microtubules distincts tout au long du myotube naissant, tandis qu'aux stades ultérieurs, des structures segmentées en forme de bâtonnet et en pointillés ont été observées. Ces différentes morphologies reflètent la réorganisation du réseau microtubulaire (Cartwright et Goldstein, 1982 Gundersen et al., 1989 Warren, 1974), et/ou la relocalisation intracellulaire spécifique de MURF2. Cette association est également évidente dans les cellules traitées avec du nocodazole où MURF2 adopte une distribution diffuse alors que la titine sur SFLS n'est pas altérée (données non présentées).

L'association la plus étroite entre MURF2 et les protéines sarcomériques est observée pour la myosine sarcomérique, bien avant l'intégration de la myosine dans les myofibrilles naissantes. Bien que la myosine sarcomérique apparaisse comme l'une des premières protéines myofibrillaires, l'arrangement strié des bandes A n'est observé qu'à un stade très tardif (Person et al., 2000 Rudy et al., 2001 Van der Ven et al., 1999). MURF2 est la première protéine MURF connue pour montrer une association morphologique de la myosine. En accord avec cela, nous avons également détecté MURF2 dans des préparations de myosine sarcomérique (Fig. 2E). D'après nos données d'immunofluorescence, l'association MURF2 et myosine a lieu au début de la différenciation, lorsque le réseau de microtubules est encore préservé à grande échelle. Fait intéressant, l'assemblage de filaments de myosine est indépendant des filaments d'actine (Guo et al., 1986Holtzer et al., 1997LoRusso et al., 1997Rhee et al., 1994Sanger et al., 1986Schultheiss et al., 1990Wang et Wright, 1988), mais nécessite le cytosquelette des microtubules pour la formation et l'organisation des filaments épais en bandes A (Antin et al., 1981 Toyama et al., 1982).

En revanche, l'actine et la titine à disque Z se co-assemblent très tôt et initient la formation d'un échafaudage à bande Z-titine-M dans lequel la myosine est finalement intégrée. Nos observations suggèrent que l'échafaudage disque Z/titine/bande M ne co-aligne que de manière transitoire avec les microtubules contenant MURF2 pendant la formation du sarcomère. Cependant, la myosine et la titine de la bande A colocalisent avec MURF2 dans les myofibrilles striées non striées et naissantes, parallèles et étroitement apposées aux myofibrilles striées. De nombreuses observations ont montré que l'organisation des domaines de la titine N-terminaux précède celle des régions C-terminales, révélant l'ordre séquentiel et structurel de l'effilochage des molécules de titine (Ehler et al., 1999Fürst et al., 1989bKomiyama et al., 1993Mayans et al. al., 1998Schultheiss et al., 1990Soeno et al., 1999Van der Loop et al., 1996Van der Ven et al., 1999). L'ordre temporel de la relation spatiale de MURF2 par rapport au disque Z, à la bande I et à la bande A est en bon accord avec une implication dans le redressement et l'étirement de la molécule de titine géante pendant la formation du sarcomère. Le co-alignement de MURF2 et de la titine du disque Z a lieu au début de la différenciation, comme indiqué par l'intégrité de la coloration du réseau de microtubules révélée avec l'anticorps MURF2 (Fig. 5D). Étant donné que le chevauchement de MURF2 et de la titine de bande I n'est observé que sur des sarcomères irréguliers à stries croisées (Fig. 5B), MURF2 ne semble s'aligner que brièvement avec la titine de bande I. Comme prévu en raison de l'association biochimique avec la titine, MURF2 se localise avec la titine en bande A. Étant donné que des stries définies d'épitopes de titine de bande A se forment à un stade tardif de différenciation, on pourrait émettre l'hypothèse que MURF2 interagit avec la molécule de titine repliée lorsque leur portion de bande A commence à s'étendre à partir de la portion de disque Z.

L'association précoce et persistante de MURF2 avec la myosine et les microtubules sarcomériques, et l'alignement parallèle des microtubules et de leurs protéines associées avec les myofibrilles striées naissantes suggèrent que les microtubules sont effectivement impliqués dans la translocation des filaments de myosine vers les sites d'assemblage final du sarcomère. Les MURF semblent agir comme un adaptateur transitoire entre les protéines sarcomères, en particulier la myosine et la titine, et le réseau de microtubules. Au début de la différenciation, le complexe MURF2/myosine interagit avec les microtubules, permettant la dispersion de la myosine dans tout le myotube le long du réseau de microtubules. Lors de la différenciation, MURF2 amène ainsi des filaments de myosine au voisinage des filaments de titine en cours de maturation. Les homo- ou hétéro-multimères MURF2 pourraient alors coordonner les sites de liaison sur la myosine et la titine. MURF1, qui interagit le plus fortement avec la titine de la bande A (McElhinny et al., 2002), peut fournir le lien avec le filament de titine, bien que nous montrons ici que la liaison à la titine n'est pas une propriété exclusive de MURF1. Cela peut expliquer pourquoi un knock-out de MURF1 est sans conséquences pour la formation de sarcomères primaires (Bodine et al., 2001). Ce rôle proposé des MURFs fournit une explication de la manière dont la titine et la myosine de la bande A sont finalement amenées dans un registre serré, résumé de manière synoptique dans le croquis de la Fig. 9. Les processus de transport actif de la myosine, ainsi que l'étirement et l'alignement des myofibrilles naissantes, doivent nécessiter une force et donc l'activité de moteurs moléculaires. Il sera intéressant de voir s'il s'agit de microtubules et si de tels moteurs s'associent aux MURF.

MURF2 en relation avec la titine, la myosine et les systèmes filamenteux de l'actine et des microtubules lors de la formation des sarcomères. (A) Aux stades initiaux de l'assemblage des myofibrilles, MURF2 (ovales rouges) est associé aux microtubules. La myosine (tiges vert foncé) colocalise précocement avec les microtubules décorés de MURF (vert clair). (B) Titine (chaînes rouges) se localise en agrégats en forme de points sur l'actine SFLS (bleu) avec un espacement d'environ 1 m. Liens noirs, réticulations -actinine. Ces structures co-alignent avec les microtubules décorés MURF. (C) MURF2 et la myosine colocalisent strictement dans les myofibrilles striées naissantes, lorsque le motif strié de la myosine commence à se former et que la coloration titine Z-Z augmente jusqu'au motif mature d'environ 2 um. Une colocalisation transitoire avec la titine en bande A est observée à ce stade. Les hétéromultimères MURF-MURF pourraient lier différents composants sarcomériques à ce stade et entraîner l'alignement exact de la titine et de la myosine. (D) Dans les myofibrilles matures, la myosine et l'actine sont disposées en motifs striés hautement ordonnés avec une polarité ordonnée (extrémités pointues de l'actine marquées par des flèches), et la molécule de titine est étendue, la partie N-terminale restant dans le disque Z et le terminal C intégré dans la bande M. Selon l'état de différenciation et/ou le type de muscle, MURF2 peut être présent dans la bande M ou le noyau. Barre, 1 µm.

MURF2 en relation avec la titine, la myosine et les systèmes filamenteux de l'actine et des microtubules lors de la formation des sarcomères. (A) Aux stades initiaux de l'assemblage des myofibrilles, MURF2 (ovales rouges) est associé aux microtubules. La myosine (tiges vert foncé) colocalise précocement avec les microtubules décorés de MURF (vert clair). (B) Titine (chaînes rouges) se localise en agrégats en forme de points sur l'actine SFLS (bleu) avec un espacement d'environ 1 m. Liens noirs, réticulations -actinine. Ces structures co-alignent avec les microtubules décorés MURF. (C) MURF2 et la myosine colocalisent strictement dans les myofibrilles striées naissantes, lorsque le motif strié de la myosine commence à se former et que la coloration titine Z-Z augmente jusqu'au motif mature d'environ 2 um. Une colocalisation transitoire avec la titine en bande A est observée à ce stade. Les hétéromultimères MURF-MURF pourraient lier différents composants sarcomériques à ce stade et entraîner l'alignement exact de la titine et de la myosine. (D) Dans les myofibrilles matures, la myosine et l'actine sont disposées en motifs striés hautement ordonnés avec une polarité ordonnée (extrémités pointues de l'actine marquées par des flèches), et la molécule de titine est étendue, la partie N-terminale restant dans le disque Z et le terminal C intégré dans la bande M. Selon l'état de différenciation et/ou le type de muscle, MURF2 peut être présent dans la bande M ou le noyau. Barre, 1 µm.

Nous avons constaté que MURF2 est exprimé dans plusieurs isoformes, dont certaines sont spécifiques d'un tissu. MURF2 p60B est généré par l'utilisation d'un cadre de lecture alternatif, la première description de ce nouveau mécanisme d'épissage (Klemke et al., 2001) dans une protéine musculaire. En plus de créer le potentiel d'innombrables permutations dans la formation de complexes au cours de l'assemblage du sarcomère, les MURF exprimés de manière différentielle peuvent avoir d'autres fonctions spécifiques au type musculaire. L'ablation de MURF3 par l'ARN antisens supprime considérablement la différenciation myogénique au niveau transcriptionnel (Spencer et al., 2000) en plus d'altérer la formation de myofibrilles. Cela peut suggérer un rôle dans la différenciation musculaire de contrôle en dehors de celui d'un adaptateur structurel transitoire au cours de la formation des myofibrilles. Un rôle de MURF3 dans la transcription des gènes musculaires pourrait être déduit de l'interaction putative avec SRF (Spencer et al., 2000). MURF1, également connu sous le nom de SMRZ (Dai et Liew, 2001), s'est avéré se localiser dans le noyau lorsqu'il est transfecté dans des myoblastes C2C12, ainsi que dans des myocytes cardiaques (McElhinny et al., 2002). MURF1 peut également interagir via le domaine RING hautement conservé avec le SUMO-2/SMT3b de type ubiquitine (Dai et Liew, 2001), reliant les MURF à des rôles potentiels dans le transport nucléaire, la régulation de la transcription et la transduction du signal (Müller et al., 2001) . Nos données fournissent la première preuve que MURF2 endogène est transloqué vers le noyau et la lame nucléaire en réponse à la stimulation de myocytes cardiaques affamés de sérum. MURF2 peut ainsi faire la navette entre trois compartiments cellulaires : les microtubules, les bandes M et le noyau. Cependant, MURF2 n'est détectable dans le noyau des cardiomyocytes de rats nouveau-nés que brièvement après avoir déplacé les cellules affamées de sérum de conditions sériques faibles à élevées, indiquant une implication dans la signalisation nucléaire dans une fenêtre de temps étroite et liée au stress du retrait sérique. Bien que nous n'ayons pas pu observer MURF2 dans les noyaux des myotubes squelettiques, nous étudions actuellement la localisation dans les tissus musculaires squelettiques. Il faudra maintenant élucider si les MURF agissent en tant que co-activateurs transcriptionnels ou co-répresseurs dans le noyau en plus d'une implication plus structurelle dans l'assemblage des sarcomères. Nos observations suggèrent que le sarcomère reçoit non seulement des entrées de nombreuses voies de transduction du signal, mais peut également relayer des informations vers la machinerie transcriptionnelle et pourrait ainsi réguler l'expression des gènes spécifiques au muscle, comme proposé pour la première fois par Iakovenko et Gautel (Iakovenko et Gautel, 2000). Les MURF apparaissent comme de nouveaux composants de cette diaphonie, et les divers signaux résultant de la translocation MURF induite par le stress doivent maintenant être identifiés.


MATÉRIAUX ET MÉTHODES

Culture cellulaire et transfection.

Les animaux d'expérimentation ont été soignés comme indiqué dans le Guide pour le soin et l'utilisation des animaux d'expérimentation (Comités de protection des animaux de l'Université d'Hokkaido et de l'Institut NARO des sciences de l'élevage et des prairies), ce que le comité a accepté. Des cellules musculaires squelettiques primaires de poulet ont été préparées comme décrit précédemment (37), avec de légères modifications. En bref, des cellules musculaires squelettiques ont été isolées de jour 11 muscles pectoraux embryonnaires de poulet et cultivés sur des lames de chambre Labtech recouvertes de Matrigel (BD Bioscience) (Nalge Nunc International) pour la coloration par immunofluorescence, ou sur des boîtes à fond de verre recouvertes de collagène (Matsunami Glass Ind.) pour les expériences FRAP. Le milieu de croissance [10 % d'extrait d'embryon de poulet et 10 % de sérum de cheval dans un milieu essentiel minimum (tous de Life Technologies)] a été déplacé vers un milieu de différenciation (1,5 % d'extrait d'embryon de poulet et 5 % de sérum de cheval dans un milieu essentiel minimum) pour induire la différenciation musculaire le lendemain de la transfection. Les milieux de croissance et de différenciation ont été complétés avec 100 U/ml de pénicilline et 0,1 mg/ml de streptomycine (Life Technologies). La transfection a été réalisée en utilisant les réactifs Lipofectamine LTX et Plus le lendemain de l'étalement des cellules (Life Technologies).

Pour bloquer la polymérisation des microtubules, du nocodazole (Sigma) a été ajouté au milieu de culture à une concentration finale de 2 µM (34). L'interaction de l'actomyosine a été inhibée en traitant les cellules avec N-benzyle-p-toluène sulfonamide (BTS Tokyo Chemical Industry) à une concentration finale de 30 M (26), et la synthèse des protéines a été empêchée en traitant les cellules avec du cycloheximide (CX Wako Pure Chemical Industries) à une concentration finale de 10 M (14). Des agents chimiques ont été ajoutés au milieu 1 h (nocodazole, BTS et CX) ou 10 h (CX) avant le début des expériences et, dans le cas des dosages FRAP, maintenus dans le milieu pendant toute la durée des expériences. Du diméthylsulfoxyde (DMSO) a été ajouté au milieu en tant que véhicules témoins.

Constructions d'ADNc.

L'ADNc de Myh3 de souris pleine longueur a été cloné par une méthode basée sur la réaction en chaîne par polymérase, comme décrit précédemment (39). En bref, l'ADNc correspondant à la souris Myh3 (45-5868 dans NM_001099635) contenu dans le vecteur pcDNA3.1/N-FLAG a été sous-cloné dans un vecteur peGFP (Clontech) ou un vecteur monomère humanisé Kikume vert-rouge 1 (KikGR1 Medical and Biological laboratoires). Les ADNc correspondant à la souris Mybpc1 (228-3611 dans NM_001252372) et à la souris Myom3 (111-4430 dans NM_001085509) ont été clonés à partir d'ADNc de premier brin, qui a été préparé à partir d'ARNm de myotube de souris sur jour 8 de culture, puis sous-cloné dans un vecteur pmCherry (Clontech). Les amorces de réaction en chaîne par polymérase pour Mybpc1 et Myom3 étaient les suivantes : Mybpc1, 5′-tttgaattct ATGCCAGAACCCACTAAG-3′ et 5′-tttggtacc CTACGACTGTTGCTGCCCC-3′ et Myom3, 5′-tttgaattct ATGACTCTGCCCTTCACAGTCCC-3′ et 5′-tttggta . Toutes les protéines fluorescentes générées ont été marquées au NH2-terminal des protéines cibles, et toutes les constructions ont été vérifiées par séquençage avec un analyseur d'ADN 3730 (Applied Biosystems).

Essais FRAP et expériences de photoconversion.

À 7 jours après la différenciation, les cellules musculaires squelettiques transfectées avec un vecteur d'expression codant pour une protéine de fusion eGFP + Myh3 ont été soumises à une analyse FRAP avec un microscope confocal à balayage laser TCS-SP5 (Leica). Des cellules musculaires squelettiques doublement transfectées portant le vecteur d'expression eGFP + Myh3 et un vecteur codant pour une protéine de fusion mCherry + Myom3 ou mCherry + Mybpc1 ont également été utilisées pour les tests FRAP. Les régions d'intérêt ont été blanchies pendant 30 s et les données FRAP ont été enregistrées à des intervalles de 1 h à l'aide du logiciel Leica Confocal. L'intensité de fluorescence relative a été calculée comme le rapport de l'intensité de fluorescence de la zone blanchie à l'intensité de fluorescence de la zone non blanchie à chaque instant. Pour les calculs, une méthode d'ajustement de courbe a été utilisée pour extraire la fraction mobile (Mf) et la demi-vie (t1/2) de la courbe FRAP, comme indiqué précédemment (55). Image-J1.46r (National Institutes of Health) a été utilisé pour ajuster les données à l'équation suivante : FI = Mf [1 − e (1 − bt) ] + c, où FI est l'intensité relative de fluorescence de la zone blanchie au temps t, Mf est du processus exponentiel à vitesse constante b, et c est l'intensité relative de fluorescence de la zone blanchie au moment t0.

KikGR1 est une protéine fluorescente verte qui peut être convertie de manière irréversible en une couleur rouge après irradiation avec une lumière ultraviolette (UV) (53). La protéine de fusion KikGR1 + Myh3 a été utilisée pour une analyse de photoconversion du vert au rouge avec un microscope confocal TCS-SP5. Les régions d'intérêt ont été photoactivées après irradiation UV et les images ont été enregistrées à des intervalles de 1 h. L'intensité de fluorescence verte relative a été calculée comme le rapport de l'intensité de fluorescence verte à chaque instant par rapport à celle de l'intensité de fluorescence verte avant la photoconversion. Pour corriger ces intensités, l'intensité relative de fluorescence verte avant la photoconversion a été définie comme 1 et l'intensité relative de fluorescence verte juste après la photoconversion a été définie comme 0. L'intensité relative de fluorescence rouge a été calculée de la même manière comme le rapport de l'intensité de fluorescence rouge à chaque moment par rapport à celui de l'intensité de fluorescence rouge immédiatement après la photoconversion. Pour corriger ces intensités, l'intensité relative de fluorescence rouge juste après la photoconversion a été définie comme 1, et l'intensité relative de fluorescence rouge juste après la photoconversion dans la zone non photoconvertie a été définie comme 0. Le Mf et t1/2 pour la photoconversion ont été calculés comme décrit ci-dessus. Toutes les analyses de FRAP et de photoconversion ont été effectuées en utilisant un incubateur à plateau de microscope (Tokai Hit) pour contrôler la température, l'humidité et le CO2 concentration.

Coloration par immunofluorescence.

Le protocole de coloration a été décrit en détail par Ojima et al. (40). Les anticorps utilisés dans les tests d'immunofluorescence étaient les suivants : anticorps primaire de souris anti-sarcomérique α-actinine (clone de dilution 1:1000 EA53 Sigma), anticorps primaire de souris anti-Myh (clone de dilution 1:100 F59 Developmental Studies Hybridoma Bank, University of Iowa) (33), anticorps primaire anti-Myom de souris (clone de dilution 1:50 B4 Developmental Studies Hybridoma Bank, University of Iowa) (16) et anticorps secondaires conjugués à Alexa-555 (Life Technologies). Les échantillons ont été stockés avec un support de montage (Vector Laboratories), puis analysés à l'aide d'un microscope confocal à balayage laser LSM 700 (Carl Zeiss) équipé d'un objectif Plan-Apochromat × 63 (ouverture numérique 1,4). Les images ont été manipulées à l'aide du logiciel d'imagerie Zen 2012 (Carl Zeiss,).

Préparation de myosine cytosolique.

La fraction cytosolique a été isolée comme décrit par Isaacs et Fulton (23), avec de légères modifications. Brièvement, la fraction cytosolique des cellules musculaires squelettiques cultivées a été collectée comme suit. D'abord, jour 6-7 les cellules musculaires de poulet cultivées ont été immergées dans un tampon de lyse [10 mM Tris·HCl (pH 7,5), 0,15 M CsCl, 1 mM EDTA-Cs et 0,5 % (vol/vol) Triton X-100] contenant des inhibiteurs de protéase (28 μM E64 , 1,5 M d'aprotinine, 50 M de leupeptine, 40 M de bestatine, 0,7 M de calpastatine et 2 mM de fluorure de phénylméthanesulfonyle) pendant 30 min à 4°C. Le lysat a été centrifugé à 1500 g pendant 10 min pour éliminer les débris cellulaires. La fraction surnageante a été encore centrifugée à 100 000 g pendant 1h. La concentration en protéines du surnageant centrifugé a été quantifiée avec un kit de dosage de protéines Bradford (Bio-Rad Laboratories). Les échantillons ont été soumis à une électrophorèse sur gel de dodécyl sulfate de sodium-polyacrylamide (SDS-PAGE), puis colorés avec SyproRuby (Bio-Rad Laboratories). Les gels ont été scannés à l'aide d'un imageur Ettan DIGE (GE Healthcare UK).

Analyse par immunoblot.

Les échantillons ont été soumis à une SDS-PAGE, comme décrit ci-dessus, suivie d'une analyse par immunoblot. Une fois les gels transférés sur des membranes de transfert Immobilon-P (Millipore), les membranes ont été bloquées avec du lait écrémé à 5 % (Nacalai Tesque) et incubées avec un anticorps anti-myosine (clone de dilution 1:1000 MF20 Developmental Studies Hybridoma Bank, University of Iowa ) (48), anticorps anti-GFP (dilution 1:2 000 clone GF090R Nacalai Tesque), anticorps anti-GAPDH (dilution 1:2 000 clone 3H12, Medical and Biological Laboratories) ou cocktail d'anticorps anti-protéine de fluorescence rouge (dilution 1:1000) mélange de clones 1G9 et 3B5 Laboratoires Médicaux et Biologiques). Ensuite, les membranes ont été incubées avec des anticorps secondaires conjugués à la peroxydase (dilution 1:10 de Nichirei) et les bandes immunoréactives ont été visualisées en utilisant le substrat de transfert Western chimiluminescence amélioré Pierce (Thermo Fisher Scientific). Les intensités de bande ont été mesurées avec Image-J1.46r (National Institutes of Health).


ISC Biology Question Paper 2011 Résolu pour la classe 12

Partie I
(Essayez toutes les questions)

Question 1.
(a) Mentionnez une différence significative entre chacun des éléments suivants : [5]
(i) Croissance et développement
(ii) Contraction musculaire et tétanos
(iii) Bois de cœur et aubier
(iv) Léghémoglobine et hémoglobine
(v) Faisceau vasculaire collatéral et Faisceau vasculaire concentrique.

(b) Donnez les raisons suivantes : [5]
(i) L'adrénaline est appelée hormone d'urgence.
(ii) Malgré la disponibilité de beaucoup d'eau, les feuilles de certaines plantes flétrissent pendant la journée et récupèrent le soir.
(iii) Les semences hybrides devraient être cultivées chaque année.
(iv) On dit que l'aile d'une chauve-souris est homologue à l'aile d'un oiseau et analogue à l'aile d'un insecte.
(v) Les symptômes de carence en certains nutriments apparaissent d'abord dans les vieilles feuilles.

(c) Donner des termes scientifiques pour chacun des éléments suivants : [5]
(i) Le développement de plus d'un embryon dans une graine.
(ii) Le processus de vieillissement.
(iii) Méthode d'induction de la floraison précoce chez les plantes par prétraitement de leurs graines à des températures plus basses.
(iv) Détermination de l'âge d'un arbre en comptant le nombre de cernes annuels.
(v) Le type de croissance dans lequel le volume du corps augmente sans augmentation du nombre de cellules du corps.
(vi) Une condition où les muscles se détériorent et la personne devient invalide.

(d) Mentionnez la fonction la plus significative de chacun des éléments suivants : [3]
(i) Fovéa centralis
(ii) Lymphocytes
(iii) Paquet de Son
(iv) Calyptra
(v) Cellules bulliformes
(vi) Centre de repos

(e) Indiquez la contribution la plus connue des scientifiques suivants : [2]
(i) Ernst Haeckel
(ii) Carl Landsteiner
(iii) Robert Koch

(f) Développez ce qui suit :
(i) Hensen [2]
(ii) G-6PD
(ii) DPD
(iii) IRM
(iv) SAN
Réponse:
(a) (i)

Croissance Développement
La croissance est l'augmentation irréversible du poids sec, de la masse ou du volume d'une cellule, d'un organe ou d'un organisme. Le développement est la séquence d'événements qui se produisent dans l'histoire de la vie d'une cellule, d'un organe ou d'un organisme qui comprend la croissance, la différenciation, la maturation et la sénescence.

Contraction musculaire Tétanos
Une contraction musculaire est la contraction isolée unique du muscle libre par une seule impulsion nerveuse ou par un seul choc électrique d'une force adéquate, suivie d'une relaxation immédiate. Le tétanos est l'état continu de contraction d'une fibre musculaire stimulée par de nombreuses impulsions nerveuses ou des chocs électriques. La contraction persiste jusqu'à ce que la stimulation continue.

Bois de coeur Aubier
Le bois de cœur (duramen) est le xylème secondaire interne non fonctionnel, de couleur foncée. L'aubier (alburnum) est le xylème secondaire externe, clair et fonctionnel de la plupart des vieux dicotylédones.

Léghémoglobine Hémoglobine
La leghémoglobine est le pigment rosâtre présent dans les cellules des nodules racinaires des légumineuses et agit comme un capteur d'oxygène pour protéger l'enzyme fixatrice d'azote, la nitrogénase des bactéroïdes. L'hémoglobine est le pigment sanguin destiné au transport de l'oxygène et régule d'autres choses comme le dioxyde de carbone, l'oxyde nitrique, etc.

Faisceau vasculaire collatéral Faisceau vasculaire concentrique
Les faisceaux vasculaires collatéraux sont ces faisceaux conjoints (contenant à la fois du xylème et du phloème) dans lesquels le phloème et le xylème se trouvent sur le même rayon, avec le phloème sur le côté extérieur et le xylème vers le côté intérieur. Les faisceaux vasculaires concentriques ont un type de tissu vasculaire (xylème ou phloème) qui forme un noyau solide tandis que l'autre l'entoure complètement de tous les côtés.

(b)
(i) L'adrénaline est appelée hormone d'urgence car elle prépare l'animal à faire face à toute situation d'urgence par des réactions de fuite ou de combat, c'est-à-dire en s'enfuyant (en fuite) pour se mettre en sécurité ou en livrant un combat acharné à l'ennemi (réaction de combat). Il augmente la fréquence cardiaque, la pression artérielle, le taux de sucre dans le sang, l'apport sanguin aux muscles et au cerveau, etc.

(ii) Les feuilles de certaines plantes flétrissent pendant la journée car le taux de transpiration est beaucoup plus élevé que le taux d'absorption d'eau par les racines. Comme le soir, le taux de transpiration diminue les plantes retrouvent leur turgescence le soir et récupèrent.

(iii) Les plantes issues des graines hybrides présentent une ségrégation des caractères et ne conservent pas de caractère hybride nécessitant la nécessité de produire des graines hybrides chaque année.

(iv) L'aile d'une chauve-souris est homologue à l'aile des oiseaux car toutes deux ont le même plan d'organisation de base et sont des membres antérieurs modifiés ayant des formes différentes, adaptées à différents habitats alors qu'elle est analogue à l'aile d'un insecte. La structure de base de l'aile d'insecte est différente de l'aile d'une chauve-souris. Cependant, leur fonction est similaire. Les symptômes de carence de certains nutriments apparaissent d'abord dans les vieilles feuilles car elles sont mobiles et nécessaires en grande quantité détectable à la synthèse de molécules organiques. Polyembryonie

(c)
(i) Polyembryonie
(ii) Vieillissement (Sénescence)
(iii) Vernalisation
(iv) Dendrochronologie
(v) Croissance auxétique
(vi) Dystrophie musculaire de Duchenne (t)MD)

(ré)
(i) Il n'a que des cellules coniques et est le lieu de la vision la plus distincte.
(ii) Un type de globules blancs, destiné à éliminer l'antigène (les microbes et leurs toxines) en libérant des anticorps. Ce sont les lymphocytes B et T.
(iii) Il s'agit d'un faisceau de muscles cardiaques qui transmettent rapidement l'impulsion cardiaque reçue du nœud Ay à toutes les parties des ventricules, provoquant leur contraction.
(iv) Calyptra est une structure en forme de cône qui recouvre les extrémités des racines et se développe à la suite de la division par le méristème appelé calyptrogène dans les racines monocotylédones.
(v) Les cellules bulliformes sont de grandes cellules épidermiques saillantes à paroi mince présentes sur l'épiderme supérieur des feuilles de nombreuses graminées. Ils perdent de l'eau et deviennent flasques et aident à enrouler les feuilles pour réduire la surface exposée en cas de manque d'eau.
(vi) Le centre de repos est présent au centre de l'apex racinaire et fonctionne comme méristème de réserve. Ici, les divisions sont très peu nombreuses. Ils peuvent survivre au stress et fournir des cellules à un méristème régénérant et aident à la récupération des racines après irradiation.

(e)
(1) Ernst Haeckel a proposé une loi biogénétique qui stipule que « l'ontogenèse répète la phylogénie ».
(ii) Karl Landsteiner a découvert les groupes sanguins ABO chez les êtres humains.
(iii) Robert Koch (1843-1910), médecin allemand, a beaucoup contribué au domaine de la microbiologie et des maladies infectieuses. Il fut le premier à découvrir la bactérie de la tuberculose. Il a proposé les postulats de Koch qui stipulent que certaines exigences doivent être remplies si le caractère causant la maladie d'un organisme doit être prouvé.
(iv) Hensen a découvert la maladie de la lèpre, a proposé la théorie du glissement de la contraction musculaire.

(F)
(i) Glucose – 6 phosphate déshydrogénase.
(ii) Déficit de pression de diffusion
(iii) Imagerie par résonance magnétique
(iv) Nœud sino-auriculaire

Partie II
Article –A
(Tentative de trois questions)

Question 2.
(a) Que sont les cellules de garde ? Expliquez leur rôle dans la régulation de la transpiration. [4]
(b) Expliquer la théorie du corpus tunica de l'origine de l'apex des pousses. [3]
(c) Donner une fonction et un symptôme de carence de chacun des éléments suivants chez les plantes : [3]
(i) Magnésium
(ii) Calcium
(iii) Molybdène
Réponse:
(a) Les cellules de garde sont deux petites cellules épidermiques vertes spécialisées entourant un stomate. Ils sont en forme de rein chez les plantes dicotylédones et en forme d'haltère chez les plantes céréalières/monocotylédones. L'expansion et la contraction des côtés/extrémités à paroi mince des cellules de garde régulent les mouvements d'ouverture et de fermeture.

Mécanisme du mouvement des stomates : Les stomates fonctionnent comme des valves actionnées par la turgescence car leur mouvement d'ouverture et de fermeture est régi par les changements de turgescence des cellules de garde. Chaque fois que les cellules de garde gonflent en raison d'une turgescence accrue, un pore se crée entre elles. Avec la perte de turgescence, les pores stomatiques sont fermés. Les stomates s'ouvrent généralement pendant la journée et se ferment pendant la nuit à quelques exceptions près. Les facteurs importants qui régissent l'ouverture sociale sont la lumière, un pH élevé ou un CO réduit2 et la disponibilité de l'eau. Les facteurs opposés régissent la fermeture des stomates, à savoir, l'obscurité, un faible pR ou un CO élevé2 et la déshydratation.

(b) Selon la théorie tunica-corpus de Schmidt (1924), l'apex de la pousse a deux parties, le manteau externe comme la tunique et la masse cellulaire interne connue sous le nom de corpus (Fig). Les cellules de la tunique sont petites. Ils subissent des divisions anticlinales et participent donc à la croissance en surface. Les cellules dérivées de la tunique donnent naissance à l'épiderme à la fois de la tige et des feuilles. Si la tunique a plus d'une couche d'épaisseur, la couche externe se différencie en épiderme tandis que les couches internes contribuent à la formation de l'intérieur des feuilles et des tissus corticaux.

Les cellules du corpus sont comparativement plus grandes. Ils se divisent en différents plans. Les cellules dérivées du corpus forment le procambium et le méristème fondamental. Procambium est lent à se différencier. Initialement, ses cellules sont étroites, allongées et densément cytoplasmiques. Ils se produisent dans des fichiers parallèles. Procambium donne naissance au phloème primaire, au xylème primaire et au cambium intrafasciculaire entre les deux (dans le cas des dicotylédones et des gymnospermes). Le méristème moulu se différencie en moelle au centre et en péricycle, endoderme, cortex et hypoderme respectivement vers le côté externe.

Élément Fonction Symptôme de carence
(i) Magnésium Formation de chlorophylle Chlorose internervaire avec pigmentation anthocyanique
(ii) Calcium Activité méristématique c'est à dire., divisions cellulaires liées à la formation des chromosomes Croissance retardée, dégénérescence du méristème
(iii) Molybdène Métabolisme de l'azote Chlorose marbrée avec nécrose marginale, chute de la moitié supérieure du limbe (maladie du whiptail)

Question 3.
(a) Décrivez le développement du gamétophyte femelle chez les angiospermes.
(b) Expliquez l'hypothèse du débit massique du transport des aliments.
(c) Différencier la photophosphorylation cyclique et non cyclique
Réponse:
(a) Une cellule nucellaire hypodermique de la région micropylaire se différencie en cellule sporogène. Il forme une cellule mère diploïde mégaspore ou mégasporocyte. La cellule mère de la mégaspore subit une méiose (Mégasporogenèse) et forme une rangée de quatre mégaspores haploïdes. Seule la mégaspore chalazale reste fonctionnelle tandis que les trois autres dégénèrent. La mégaspore fonctionnelle s'agrandit et donne naissance au gamétophyte femelle, également appelé embryon-sac. Il se situe dans la zone micropylaire du nucelle.

Extrémité micropylaire Extrémité chalazale La mégaspore fonctionnelle se divise en trois divisions mitotiques pour former un sac embryonnaire à 8 noyaux ou à 7 cellules (= gamétophyte femelle). Le développement du gamétophyte femelle à partir du mégaspore est appelé mégagamétogénèse. Le développement du sac embryonnaire chez les angiospermes est généralement monosporique i. e., l'embryon-sac se développe à partir d'une mégaspore uninucléée.

Le sac embryonnaire est une structure multicellulaire ovale. Il est recouvert d'une fine membrane dérivée de la paroi mère de la mégaspore. Le type de sac embryonnaire typique ou Polygonum (Fig.) contient 8 noyaux mais 7 cellules - 3 micropylaires, 3 chalazes et une centrale. Les trois cellules micropylaires sont collectivement connues sous le nom d'appareil à œufs. Ils ont un contour piriforme et sont disposés de manière triangulaire. Une cellule est plus grande et est appelée œuf ou oosphère. Les deux autres cellules sont appelées synergides ou cellules d'aide. Chacun d'eux porte un appareil filiforme dans la région micropylaire. L'œuf ou l'oosphère représente le seul gamète femelle du sac embryonnaire. Les synergides aident à se nourrir des cellules nucellaires externes, guident le trajet du tube pollinique par leur sécrétion et fonctionnent comme des amortisseurs lors de la pénétration du tube pollinique dans le sac embryonnaire.

Les trois cellules chalazes du sac embryonnaire sont appelées cellules antipodales.

La cellule centrale est la plus grande cellule du sac embryonnaire. Il a un cytoplasme très vacuolé et contient deux noyaux polaires qui ont de gros nucléoles. Les noyaux polaires fusionnent souvent pour former un seul noyau secondaire diploïde ou de fusion. Ainsi, toutes les cellules du sac embryonnaire sont haploïdes sauf la cellule centrale qui devient diploïde du fait de la fusion de deux noyaux polaires.

(b) Hypothèse de débit massique ou de débit de pression. Il a été proposé par Munch (1927, 1930). Selon cette hypothèse, les substances organiques se déplacent de la région de haute pression osmotique vers la région de basse pression osmotique dans un débit massique en raison du développement d'un gradient de pression de turgescence. Cela peut être prouvé en prenant deux osmomètres interconnectés, l'un avec une concentration élevée en soluté. Les deux osmomètres de l'appareil sont placés dans l'eau (Fig.). Plus d'eau pénètre dans l'osmomètre ayant une concentration élevée de soluté par rapport à l'autre. Il en viendra donc à avoir une pression de turgescence élevée qui oblige la solution à passer dans le deuxième osmomètre par un débit massique. Si les solutés sont reconstitués dans l'osmomètre donneur et immobilisés dans l'osmomètre receveur, le débit massique peut être maintenu indéfiniment.

Le système de tube criblé est entièrement adapté au débit massique de solutés. Ici, les vacuoles sont entièrement perméables en raison de l'absence de tonoplaste. Une concentration osmotique élevée continue est présente dans les cellules du mésophylle (due à la photosynthèse) et les cellules de stockage (en raison de la mobilisation de la nourriture de réserve). Les substances organiques qu'ils contiennent passent dans les tubes criblés (au moyen de cellules de transfert). Une forte concentration osmotique se développe donc dans les tubes criblés de la source. Les tubes criblés absorbent l'eau du xylème environnant et développent une pression de turgescence élevée (Fig.). Il provoque l'écoulement de la solution organique vers la zone de faible pression de turgescence. Une faible turgescence est maintenue dans la région du puits en convertissant les substances organiques solubles en une forme insoluble. L'eau retourne dans le xylème.

(c) Différences entre la photophosphorylation cyclique et non cyclique

  1. Elle est réalisée par le photosystème I de manière indépendante.
  2. Une source externe d'électrons n'est pas nécessaire.
  3. Il n'est pas lié à la photolyse de l'eau. Par conséquent, aucun oxygène n'est dégagé.
  4. Il ne synthétise que de l'ATP.
  5. Le système ne participe à la photosynthèse que chez certaines bactéries.
  6. Il se produit principalement dans les thylakoïdes stromales ou intergranulaires.
  7. La synthèse d'ATP n'est pas affectée par le DCMU.
  8. Il n'est utile à la photosynthèse que chez certaines bactéries.
  1. Elle est réalisée grâce à la collaboration des deux photosystèmes II et I.
  2. Le processus nécessite un donneur d'électrons externe.
  3. Elle est liée à la photolyse de l'eau et à la libération d'oxygène.
  4. La photophosphorylation non cyclique n'est pas seulement liée à la synthèse d'ATP mais également à la production de NADPH.
  5. Le système est connecté avec une fixation C02.
  6. Il se produit dans les thylakoïdes granal.
  7. DCMU inhibe la photophosphorylation non cyclique.
  8. Il participe à la photosynthèse de toutes les plantes, y compris les algues bleu-vert.

Question 4.
(a) Expliquez en détail la digestion des glucides lors du passage des aliments dans le tube digestif. [4]
(b) Décrivez étape par étape ce qui se passe dans les différentes phases du cycle cardiaque chez les êtres humains. [3]
(c) Écrivez les effets des cytokinines sur les plantes. [3]
Réponse:
(a) Digestion des glucides :
Les glucides sont de trois types : les polysaccharides, les disaccharides et les monosaccharides. Les polysaccharides et les disaccharides sont décomposés en monosaccharides au cours du processus de digestion. L'amidon et la cellulose sont des polysaccharides présents dans les céréales, les pommes de terre, les tubercules et les fruits. Le saccharose (dans le sucre de canne), le maltose (dans les grains en germination) et le lactose (dans le lait) sont des disaccharides. Les enzymes qui agissent sur les glucides sont appelées carbohydrases.

1. Digestion des glucides dans la cavité buccale Action de la salive. Dans la cavité buccale, la nourriture est mélangée à de la salive. La salive contient une enzyme appelée amylase salivaire (également appelée ptyaline) qui convertit l'amidon en maltose, en isomaltose et en petites dextrines appelées dextrines « limites ».

Le suc gastrique dans l'estomac ne contient pas d'enzyme de digestion des glucides.

2. Digestion des glucides dans l'intestin grêle

  • Action du jus pancréatique. Le suc pancréatique contient une enzyme de digestion de l'amidon appelée amylase pancréatique qui convertit l'amidon en maltose, en isomaltose et en dextrines « limites ».
  • Action du jus intestinal. Le suc intestinal contient de la maltase, de l'isomaltase, de la sucrase, de la lactase et de la « limite » dextrinase qui agissent comme suit :

Digestion de la cellulose. La cellulose n'est pas digérée par l'homme mais, par contre, elle est digérée par les micro-organismes (bactéries et protozoaires) du tube digestif des mammifères herbivores. Ces micro-organismes fermentent la cellulose en acides gras à chaîne courte tels que l'acide acétique et l'acide propionique. Ces acides sont ensuite absorbés et utilisés par l'animal. La cellulose forme des fourrages grossiers et aide au processus de digestion chez les êtres humains.

(b) Cycle cardiaque
Le cycle cardiaque consiste en un battement cardiaque ou un cycle de contraction et de relaxation du muscle cardiaque. Au cours d'un battement cardiaque, il y a contraction et relaxation des oreillettes et des ventricules. La phase de contraction est appelée la systole tandis que la phase de relaxation est appelée la diastole. Lorsque les oreillettes et les ventricules sont en phase diastolique ou relâchée, on parle de diastole articulaire. Au cours de cette phase, le sang s'écoule des veines caves supérieure et inférieure dans les oreillettes et des oreillettes aux ventricules respectifs à travers les valves auriculo-ventriculaires. Mais il n'y a pas de flux sanguin des ventricules vers l'aorte et le tronc pulmonaire car les valves semi-lunaires restent fermées.

Les étapes successives du cycle cardiaque sont brièvement décrites ci-dessous.

  1. Systole auriculaire. Les oreillettes se contractent en raison d'une vague de contraction stimulée par le nœud SA. Le sang est forcé dans les ventricules lorsque les valves bicuspide et tricuspide sont ouvertes.
  2. Début de la systole ventriculaire. La contraction des ventricules est stimulée par le nœud AV. Les valves bicuspide et tricuspide se ferment immédiatement, produisant une partie du premier bruit cardiaque.
  3. Période de montée en pression. La pression dans les ventricules augmente. Les valves semi-lunaires restent fermées. Le sang ne coule pas dans ou hors des ventricules.
  4. Systole ventriculaire complète. Lorsque les ventricules terminent leur contraction, le sang s'écoule dans le tronc pulmonaire et l'aorte lorsque les valves semi-lunaires s'ouvrent.
  5. Début de la diastole ventriculaire. Les ventricules se relâchent et les valves semi-lunaires se ferment. Cela provoque le deuxième bruit cardiaque.
  6. Période de chute de pression. La pression dans les ventricules continue de diminuer. Les valves bicuspide et tricuspide restent toujours fermées. Le sang coule des veines dans les oreillettes relâchées.
  7. Diastole ventriculaire complète. Les valves tricuspide et bicuspide s'ouvrent lorsque la pression dans les ventricules chute et que le sang s'écoule des oreillettes vers les ventricules. La contraction du cœur ne provoque pas ce flux sanguin. Cela est dû au fait que la pression dans les ventricules détendus est inférieure à celle dans les oreillettes et les veines.
  1. La division cellulaire. Les cytokinines sont essentielles à la cytokinèse, bien qu'un doublement des chromosomes puisse se produire en leur absence. En présence d'auxine, les cytokinines provoquent une division même dans les cellules permanentes. La division cellulaire dans le cal (masse irrégulière non organisée et indifférenciée de cellules en division dans une culture tissulaire) nécessite les deux hormones.
  2. L'allongement des cellules. Comme l'auxine et les gibbérellines, les cytokinines provoquent également un allongement cellulaire.
  3. Morphogenèse. L'auxine et les cytokinines sont toutes deux essentielles à la morphogenèse ou à la différenciation des tissus et des organes. Les bourgeons se développent lorsque les cytokinines sont en excès tandis que les racines se forment lorsque leurs rapports sont inversés (Skoog et Miller, 1957).
  4. Différenciation. Les cytokinines induisent la différenciation des plastes, la lignification et la différenciation du cambium interfasciculaire.
  5. Sénescence (Effet Richmond-Lang). Les cytokinines retardent la sénescence des feuilles et d'autres organes.
  6. Dominance apicale. La présence de cytokinine dans une zone provoque un mouvement préférentiel des nutriments vers elle. Appliqués sur les bourgeons latéraux, ils aident à leur croissance malgré la présence de bourgeons apicaux. Ils agissent ainsi de manière antagoniste vis-à-vis de l'auxine qui favorise la dominance apicale.
  7. Dormance des graines. Comme les gibbérellines, ils surmontent la dormance des graines de divers types, y compris les besoins en lumière rouge des graines de laitue et de tabac.
  8. La résistance. Les cytokinines augmentent la résistance aux températures élevées ou basses et aux maladies.
  9. Phloème Transport. Ils aident au transport du phloème.
  10. Accumulation de sels. Les cytokinines induisent une accumulation de sels à l'intérieur des cellules.
  11. Floraison. Les cytokinines peuvent remplacer l'exigence photopériodique de la floraison dans certains cas.
  12. Expression sexuelle. Comme les auxines et l'éthylène, les cytokinines favorisent la féminité des fleurs.
  13. Parthénocarpie. Crane (1965) a signalé l'induction de la parthénocarpie par la cytokinine.

Question 5.
(a) Écrivez sur les changements chimiques qui se produisent pendant la contraction des muscles squelettiques. [4]
(b) Dessinez un diagramme bien étiqueté du L. S. d'un rein. [4]
(c) Qu'est-ce que le changement de chlorure? , [2]
Réponse:
(a) Mécanisme de contraction musculaire : La contraction du muscle squelettique comprend des événements ultrastructuraux et biochimiques.

1. Événements ultrastructuraux/physiques (biophysique de la contraction musculaire).
La myosine et l'actine sont des types particuliers de protéines. La myosine forme les filaments épais et l'actine forme les filaments minces des myofibrilles des fibres musculaires. La myosine et l'actine aident à la contraction ou au raccourcissement des muscles par la formation de ponts transversaux. Les ponts transversaux sont les parties des filaments de myosine recouvertes par des filaments d'actine.

H. E. Huxley et A. F. Huxley en 1954 ont proposé une théorie pour expliquer le processus de contraction musculaire. Cette théorie est connue sous le nom de théorie du filament glissant, qui est maintenant généralement acceptée. Cette théorie affirme que les filaments d'actine (fins) glissent sur les filaments de myosine (épais) pour pénétrer plus profondément dans les bandes A de la fibre musculaire en contraction. Les filaments fins se rejoignent au centre du sarcomère. Ainsi, la largeur de la bande A reste constante. Cependant, les bandes I raccourcissent et finissent par disparaître. Cela raccourcit le sarcomère.

Comme tous les sarcomères de la myofibrille se raccourcissent simultanément, la fibre musculaire se raccourcit. Pendant la relaxation, les filaments d'action glissent hors de la bande A, allongeant ainsi le sarcomère et ces ponts transversaux disparaissent. Cela indique la présence de sites actifs sur les filaments d'actine dans lesquels les ponts transversaux s'accrochent temporairement pour tirer les filaments sur une courte distance puis les relâcher.Cela signifie que la contraction et la relaxation des muscles sont provoquées respectivement par la formation et la rupture répétitives de ponts transversaux.

Les protéines, la troponine et la tropomyosine, qui sont étroitement associées à l'actine, sont également importantes dans la régulation de la fixation de l'actine aux ponts croisés.

2. Événements biochimiques (biochimie de la contraction musculaire). Albert Szent Gyorgyi et d'autres ont élaboré les événements biochimiques associés à la contraction musculaire. Ces événements biochimiques sont résumés ci-dessous.

  1. L'influx nerveux stimule une fibre musculaire au niveau de la jonction neuromusculaire ou de la plaque terminale motrice, produisant de l'acétylcholine.
  2. L'acétylcholine provoque la libération d'ions calcium du réticulum sarcoplasmique du muscle à l'intérieur de la fibre musculaire qui se lie à des sites spécifiques sur la troponine de leur filament.
  3. La myosine se lie maintenant à l'actine pour former l'actomyosine en présence d'ions ATP et calcium.
  4. L'énergie nécessaire à la contraction musculaire est fournie par l'hydrolyse de l'ATP par l'enzyme myosine ATPase. Cette hydrolyse produit de l'ADP, du phosphate inorganique et de l'énergie (utilisée dans la contraction musculaire). La phosphocréatine donne sa haute énergie et son phosphate à l'ADP, produisant de l'ATP.

La phosphocréatine sert de source d'énergie pendant quelques secondes pour que les processus métaboliques dans les cellules musculaires commencent à produire de plus grandes quantités d'ATP. La phosphocréatine est à nouveau formée dans le muscle relaxant en utilisant l'ATP produit par l'oxydation des glucides.

5. À la fin de la contraction musculaire, la conversion de l'ADP en ATP a lieu. Le muscle est riche en glycogène qui est décomposé en acide lactique par une série de réactions (glycolyse) et libère de l'énergie. Une partie de cette énergie est utilisée pour la reformation de la phosphocréatine et également pour la reconversion des 4/5e de l'acide lactique en glycogène. Le l/5ème d'acide lactique est oxydé en eau et dioxyde de carbone. Ces réactions se déroulant dans le muscle et le foie, sont proposées par Cori et Cori, donc connu sous le nom de cycle de Cori.

(c) Une petite quantité d'ions bicarbonate est transportée dans les érythrocytes (GR), alors que la plupart d'entre eux diffusent dans le plasma sanguin pour y être transportés.

La sortie des ions bicarbonate des globules rouges modifie considérablement l'équilibre ionique entre le plasma et les érythrocytes. Pour rétablir cet équilibre ionique, les ions chlorure diffusent du plasma dans les érythrocytes. Ce mouvement des ions chlorure est appelé déplacement du chlorure ( = phénomène de Hamburger). Ce processus maintient un équilibre acido-basique de pH 7,4 pour le sang et l'équilibre électrique entre les érythrocytes et le plasma.

Question 6.
(a) Expliquez comment l'oreille humaine aide à entendre. [4]
(b) Décrivez brièvement les événements qui se produisent pendant la phase proliférative du cycle menstruel. [3]
(c) Mentionner le site de sécrétion et la fonction des éléments suivants : [3]
(i) Glucocorticoïdes
(ii) Calcitonine
(iii) Glucagon
Réponse:
(a) Mécanisme de l'audition : Le pavillon de l'oreille recueille et dirige les ondes sonores circulant dans l'air dans le conduit auditif externe. Ils créent des vibrations dans la membrane tympanique (tympan). Ces vibrations sont transmises par la chaîne des osselets à la périlymphe, c'est-à-dire que le marteau transmet le message à l'enclume adjacente. L'enclume, à son tour, transmet les vibrations à l'étrier. Os de l'étrier qui s'insère dans une ouverture membraneuse, la fenêtre ovale, sur la paroi interne de l'oreille moyenne. Ainsi, dans ce processus, la force de vibration subit une amplification considérable puisque la chaîne d'osselets agit comme un levier et la surface de la membrane tympanique est beaucoup plus grande que celle de la semelle de l'étrier ce qui augmente la force par unité de surface.

Le mouvement de l'étrier vers les vestibules, met en place une onde de pression dans la périlymphe. Cette onde passe du vestibule au vestibule de l'écaille et la traverse jusqu'au sommet de la cochlée. À ce stade, la scala vestibuli est continue avec la scala tympani. L'onde de pression passe dans la scala tympani et traverse à nouveau toute la longueur de la cochlée. De cette manière, des vibrations s'établissent dans la périlymphe et à travers elle dans la membrane basilaire. La membrane basilaire se déplace de haut en bas, déformant les cellules ciliées de l'organe du corti. Ces distorsions génèrent des impulsions nerveuses qui voyagent à travers le nerf auditif jusqu'à la partie appropriée du cerveau où la sensation d'audition est ressentie (reconnue).

Fig- Représentation schématique de la conduction des vibrations sonores dans l'oreille.

(b) Phase proliférative : Après la menstruation, la phase proliférative commence par la croissance et la prolifération des tissus sur la paroi de l'utérus, des trompes de Fallope et du vagin.
1. Modifications de l'utérus : Au début de la phase proliférative, l'endomètre (la membrane muqueuse de l'utérus) est le plus mince (environ 0,5 à 1 mm d'épaisseur) car toutes les couches superficielles se détachent pendant le saignement menstruel. Au fur et à mesure que la phase de prolifération progresse, les glandes de l'endomètre s'allongent, les cellules épithéliales de l'endomètre prolifèrent, la croissance du stroma de l'endomètre se produit et les vaisseaux sanguins se développent. Juste avant l'ovulation, l'endomètre devient d'environ 3 à 5 mm d'épaisseur. Les contractions myométriales deviennent plus puissantes et la sécrétion des glandes du col utérin devient très fine au moment de l'ovulation pour faciliter l'entrée des spermatozoïdes. Les changements utérins sont dus à la concentration croissante d'œstrogènes.

2. Modifications de l'ovaire : Le cycle ovarien progresse côte à côte. Au cours de la phase de prolifération, un follicule immature mûrit en un follicule de Graaf. Étant donné que la phase proliférative est associée à un follicule en croissance dans l'ovaire, cette phase est également appelée phase folliculaire. La phase proliférative s'étend sur 10 à 12 jours et à sa fin, l'ovule est éjecté (ovulation) du follicule de Graaf de l'ovaire.

Hormone Site de sécrétion Fonction
(i) Glucocorticoïdes Cortex surrénalien Synthèse de glucides à partir de non-glucides, par exemple cortisol, dégradation des protéines et des graisses.
(ii) Calcitonine Cellules bC dans la glande thyroïde Régule le niveau de calcium et de phosphate dans le corps.
(iii) Glucagon Cellules A dans les îlots de Langerhans du pancréas Convertir le glycogène stocké en glucose pour maintenir son niveau sanguin.

Article –B
(Répondez à deux questions)

Question 7.
(a) Expliquez l'évolution du long cou de la girafe selon Darwin et Lamarck. [4]
(b) Expliquez brièvement : [4]
(i) Résistance environnementale
(ii) Albinisme
(iii) Introduction de plantes
(iv) Paléontologie

(c) Écris deux utilisations de chacun des éléments suivants : [2]
(i) Emblica officinalis
(ii) Adhatoda vesica
Réponse:
(a) Lamarck a expliqué que les ancêtres de la girafe portaient un petit cou et des membres antérieurs et étaient comme des chevaux. Mais comme ils vivaient dans des endroits sans végétation de surface, ils devaient étirer leur cou et leurs membres antérieurs pour prendre les feuilles des plantes hautes pour se nourrir, ce qui entraînait un léger allongement de ces parties. Tout ce qu'ils ont acquis au cours d'une génération a été transmis à la génération suivante, ce qui a permis de développer une race d'animaux à long cou et à longs membres antérieurs. Le long cou de la girafe, tel qu'on le trouve aujourd'hui, peut s'expliquer sur la base du darwinisme de la manière suivante :

Les girafes avaient à l'origine une population mixte avec des cous courts et longs. Comme les feuilles des branches inférieures des arbres se faisaient rares, les girafes étaient obligées d'atteindre les feuilles des branches supérieures des arbres. Les animaux avec un cou relativement plus long étaient certainement plus en forme car ils pouvaient atteindre les feuilles sur les branches les plus hautes et, par conséquent, ils avaient de meilleures chances de survie. Ceux dont le cou était relativement plus court ne pouvaient pas atteindre les feuilles les plus hautes et, par conséquent, mourraient. Ainsi, les animaux à cou plus long ont été sélectionnés par nature. Ils se nourrissaient confortablement et reproduisaient plus de progéniture. Ainsi, au fil du temps et de génération en génération, les girafes à long cou d'aujourd'hui sont nées de la sélection naturelle.

(b) (i) Résistance environnementale : la somme des facteurs environnementaux inhibiteurs, à la fois biotiques et abiotiques tels que la sécheresse, les températures élevées, le manque de nourriture, d'abris, la prédation, les agents pathogènes, les maladies, etc. qui régulent la taille de la population et ne permettent pas un nombre illimité de la croissance de la population est appelée résistance de l'environnement. En raison de la résistance environnementale, les populations sont incapables d'atteindre leur plein potentiel biotique.

(ii) Albinisme. Les individus souffrant d'albinisme sont appelés albinos. Ils manquent de pigment mélanique dans leur peau, leurs cheveux, l'iris de leurs yeux, etc. Ces personnes sont sensibles aux rayons du soleil et développent des troubles oculaires et des maladies de la peau. L'albinisme résulte de l'hérédité d'une mutation génétique autosomique. Par conséquent, l'individu manque de l'enzyme tyrosinase qui est essentielle à la synthèse de la mélanine. Le gène de l'albinisme est un gène récessif (a) qui ne peut être exprimé qu'à l'état homozygote (aa). Une personne avec son allèle dominant (A) sera normale. La condition est connue pour affecter les mammifères, les poissons, les oiseaux, les reptiles et les amphibiens. L'albinisme est une maladie génétique, tandis que le terme le plus courant pour un organisme affecté par l'albinisme est « albinos ». La plupart des organismes atteints d'albinisme apparaissent blancs ou très pâles.

(iii) Introduction de plantes : L'introduction de plantes signifie l'introduction d'une plante ayant des caractéristiques souhaitables (par exemple, croissance vigoureuse, rendement élevé, résistance aux maladies, etc.) d'une région ou d'un pays où elle pousse naturellement vers une région ou un pays où elle n'était pas présente auparavant. .

L'adaptation d'un individu à un environnement modifié, ou l'ajustement d'une espèce ou d'une population à un environnement modifié sur un certain nombre de générations est appelé acclimatation (ou acclimatation).

L'introduction de plantes a joué un rôle important dans le développement de l'agriculture partout. le monde. Certaines des cultures commerciales les plus importantes cultivées de manière extensive en Inde aujourd'hui sont des introductions d'autres pays. Par exemple, Gossypium hirsutum, Cinchona a été introduit pour la première fois dans le Nilgris du Pérou en 1860. Pomme de terre (Solanum tuberosum), piment (Capsicum annuum), tabac (Nicotiana tobaccum), goyave (Psidium guajava), pomme à la crème (Annona squamosa), noix de cajou (Anacardium occidentale) et la papaye (‘Carica papaya) sont quelques-uns des autres exemples de cultures introduites avec succès en Inde.

L'introduction de plantes peut être utile de trois manières différentes :
(a) le matériau introduit peut être utilisé directement en augmentant sa masse.
(b) les souches souhaitables peuvent être sélectionnées à partir du matériel introduit.
(c) le matériel introduit peut être utilisé comme parent pour l'hybridation avec des variétés locales adaptées.
(iv) Paléontologie : C'est l'étude de la vie passée basée sur les archives fossiles. Les fossiles sont des restes pétrifiés (transformés en pierre) ou des impressions d'organismes anciens préservés par des moyens naturels dans les roches sédimentaires ou d'autres supports tels que l'ambre, l'asphalte, les cendres volcaniques, la glace, les tourbières, le sable et la boue. La paléontologie fournit les preuves les plus directes et les plus fiables de l'évolution, car elle traite des organismes réels qui ont vécu dans le passé.

(c)
(i) Emblica officinalis (Euphorbiaceae) : Fruits riches en vitamine C, généralement marinés et utilisés comme médicament.
(ii) Adhatoda vesica (Acanthaceae) Utilisé comme expectorant dans la toux, l'asthme.

Question 8.
(a) Donner quatre applications de la culture tissulaire dans l'amélioration des cultures. [4]
(b) Qu'entendez-vous par le terme croissance démographique ? Donnez trois façons de décourager la croissance démographique. [4]
(c) Définir : [2]
(i) Coacervats
(ii) Banque de gènes
Réponse:
(a) Applications de la culture tissulaire (micropropagation) :

  • Il aide à la multiplication rapide des plantes.
  • Un grand nombre de plantules est obtenu en peu de temps et à partir d'un petit espace.
  • Les plantes sont obtenues tout au long de l'année dans des conditions contrôlées, indépendamment des saisons.
  • Les plantes stériles ou incapables de conserver leurs caractères par reproduction sexuée sont multipliées par cette méthode.
  • C'est une méthode facile, sûre et économique pour la propagation des plantes.
  • Dans le cas des plantes ornementales, les plantes de culture tissulaire donnent une meilleure croissance, plus de fleurs et moins de retombées.
  • Des plantes génétiquement similaires (clones de soma) sont formées par cette méthode. Par conséquent, les caractères souhaitables (génotype) et le sexe souhaité de la variété supérieure sont maintenus constants pendant de nombreuses générations.
  • Les plantes rares et les espèces menacées sont multipliées par cette méthode et ces plantes sont sauvées.

(b) La croissance démographique fait référence à l'augmentation du nombre total d'organismes occupant une certaine zone.

Les différentes méthodes pour décourager la croissance démographique sont :
(a) Éducation : Les gens, en particulier ceux en âge de procréer, devraient être éduqués sur les avantages d'une petite famille et les avantages qui en découlent pour la nation. Les gens devraient être éduqués sur les effets de la surpopulation par les agences gouvernementales. Les médias de masse tels que la radio, la télévision, les journaux, les magazines, les affiches et les établissements d'enseignement peuvent jouer un rôle important dans cette campagne. Cela aidera certainement à freiner la croissance de la population.

(b) Âge au mariage : L'augmentation de l'âge du mariage réduira la durée de reproduction et peut contribuer à réduire la croissance démographique. Actuellement, l'âge nubile est de 18 ans pour les femmes et de 21 ans pour les hommes. Le changement social et l'aspiration croissante à l'éducation et à la carrière des femmes les encouragent à retarder le mariage et la reproduction.

(c) Planification familiale : La planification familiale comprend de nombreuses mesures de contrôle des naissances. Les méthodes de planification familiale suivantes doivent être adoptées :

  • Utilisation de pilules contraceptives orales par les femmes.
  • Utilisation de diaphragmes vaginaux.
  • Utilisation de dispositifs contraceptifs intra-utérins (IUCD) comme le cuivre-T et l'anse.
  • Techniques chirurgicales de contrôle des naissances comme la tubectomie chez les femmes et la vasectomie chez les hommes.
  • Interruption médicale de grossesse.
  • Planification familiale naturelle en ayant des rapports sexuels uniquement pendant la période de sécurité ou en retirant le pénis avant l'éjaculation.

(c) (i) Un coacervat était un groupe de macromolécules liées à la membrane d'une soupe prébiotique dans l'océan. Les macromolécules se sont agrégées et ont formé de petites masses colloïdales sous forme de gouttelettes insolubles qui ont finalement précipité et formé un système colloïdal plus gros et plus dense appelé les coacervats. Les coacervats avaient diverses macromolécules dans différentes combinaisons et dans des proportions spécifiques. Les coacervats sont considérés comme les premières molécules vivantes qui ont donné naissance à la vie. Oparin a considéré les coacervats comme les seules molécules vivantes qui ont donné naissance à la vie sur terre.

(ii) Banques de gènes : Ce sont les instituts qui maintiennent des stocks de semences viables (banques de semences), de plantes vivantes (vergers), de culture de tissus et de matériel génétique congelé avec toute la gamme de variabilité génétique.

Question 9.
(a) Expliquez le rôle du facteur Rh dans l'incompatibilité sanguine. [4]
(b) Indiquez les principaux changements morphologiques survenus chez les ancêtres de l'homme moderne. [3]
(c) Décrivez brièvement les fonctions des éléments suivants : [3]
(i) TDM
(ii) Prothèse externe
(iii) Stimulateur cardiaque
Réponse:
(a) Incompatibilité du groupe sanguin Rh : Le facteur Rh est un antigène qui se trouve à la surface des globules rouges. Il a été découvert pour la première fois sur les globules rouges du singe rhésus, c'est pourquoi il est nommé facteur Rh. Normalement, il n'y a pas d'anticorps pour cet antigène. Environ 85 à 99 pour cent de la population possèdent cet antigène. Les personnes avec cet antigène sont appelées Rh +ve et celles qui n'en ont pas sont Rh -ve. Le facteur Rh est exprimé par un gène dominant R, de sorte que les personnes Rh +ve possèdent le génotype RR ou Rr tandis que les personnes Rh -ve possèdent rr.

Fig. Incompatibilité Rh Factoc. Fœtus Rh positif chez la mère Rh négatif. A. Première grossesse. B. Corps de la mère après la première grossesse. Plus de production de facteurs AntiRh. C. Deuxième grossesse. Les globules rouges du fœtus sont détruits par les facteurs anti-Rh de la mère.

Pendant l'hérédité, si les deux parents sont Rh-ve, alors leurs descendants seront également Rh-ve. Une mère Rh – ve ayant un mari Rh + ve peut porter un enfant Rh + ve. Dans ce cas, le facteur Rh produit par le sang de l'enfant peut entrer dans le flux de la mère (au moment de l'accouchement) et provoquer la production d'anticorps anti-Rh dans son sang, mais il n'en résulte aucun effet néfaste. Si la même mère conçoit à nouveau un enfant Rh + ve une deuxième fois, le résultat peut être désastreux. C'est parce que le sang Rh + ve du fœtus réagit avec les anticorps anti-Rh qui sont déjà présents dans son sang, entraînant finalement une maladie appelée érythroblastose fœtale.

Lors d'une transfusion sanguine, le sang Rh-ve peut être donné en toute sécurité à un individu Rh+ve. Lorsque du sang Rh+ve est transfusé à un individu Rh-ve, le receveur développe des anticorps anti-Rh dans son sang. Habituellement, aucune complication ne se développe après une transfusion mais, si plus de sang Rh+ve est transfusé, les anticorps formés détruiront les globules rouges du sang Rh+ve. Pour éviter cela, le facteur Rh est déterminé avant de telles transfusions sanguines.

(b) Les principaux changements morphologiques suivants se sont produits chez les ancêtres de l'homme moderne.

  • Rétrécissement et élévation du nez.
  • Formation du menton.
  • Réduction des arcades sourcilières.
  • Aplatissement du visage.
  • Réduction de la pilosité corporelle.
  • Développement de courbes dans la colonne vertébrale pour une posture droite.
  • Formation d'une ceinture pelvienne ressemblant à un intestin avec une large ilia (pi. d'ilium) à l'appui des viscères.
  • Augmentation de la hauteur.
  • Atteinte de la posture droite et de la locomotion bipède.
  • Agrandissement et arrondi du crâne.
  • Augmentation de la taille du cerveau et de l'intelligence.
  • Élargissement du front et avec élévation verticale.

(c)
(i) Numérisation par ordinateur (également appelée tomodensitométrie – (CT) : la technique a été inventée par Sir Godfrey Hounsfield qui a reçu un prix Nobel en 1979 pour cette réalisation majeure. Au cours des dernières années, les progrès de la technologie CT ont conduit à des temps de balayage rapides et à une qualité d'image améliorée.En conséquence, le champ d'application de la tomodensitométrie s'est considérablement élargi, de sorte qu'il est désormais appliqué à presque tous les sites anatomiques.

En tomodensitométrie, un ordinateur est utilisé pour reconstruire l'image produite par les rayons X au lieu d'être enregistrée directement sur le film photographique. La technique de tomodensitométrie est utilisée pour le diagnostic des maladies du cerveau, de la moelle épinière, du thorax, de l'abdomen et également pour la détection des tumeurs bénignes et malignes. Ainsi, il permet de déterminer la faisabilité du traitement opératoire et également d'évaluer les résultats du traitement.

(ii) Prothèse : La prothèse est l'implantation d'un substitut artificiel pour toute partie du corps à l'intérieur du corps. Il permet à la personne handicapée physique de vivre une vie confortable et productive.

Les prothèses internes comprennent les lentilles intraoculaires, les prothèses dentaires. Les prothèses comprennent également un implant nasal pour le remodelage cosmétique, des appareils auditifs électroniques dans l'oreille, un bras ou une jambe artificiels.

(iii) Pacemaker : C'est un dispositif électronique d'assistance cardiaque qui produit des impulsions électriques rythmiques qui prennent en charge la régulation du rythme cardiaque chez les patients atteints de certains types de maladies cardiaques.

Lorsque le système de conduction électrique est interrompu, comme c'est le cas dans un certain nombre de maladies, y compris l'insuffisance cardiaque congestive et comme effet secondaire d'une chirurgie cardiaque, la condition est appelée bloc cardiaque. Un stimulateur cardiaque artificiel peut être utilisé temporairement jusqu'à ce que la conduction normale revienne ou de façon permanente pour surmonter le blocage.

Les premiers stimulateurs cardiaques étaient d'un type dit asynchrone ou fixe, et ils généraient des décharges régulières qui supplantaient le stimulateur cardiaque naturel. Le rythme des stimulateurs asynchrones peut être réglé en usine ou peut être modifié par le médecin, mais une fois réglé, ils continueront à générer une impulsion électrique à intervalles réguliers. La plupart sont fixés à 70 à 75 battements par minute. .

Les appareils plus récents sont synchrones ou exigent des stimulateurs cardiaques qui déclenchent des contractions cardiaques uniquement lorsque le rythme normal est interrompu. La plupart des stimulateurs cardiaques de ce type sont conçus pour générer une impulsion lorsque la fréquence cardiaque naturelle tombe en dessous de 68 à 72 battements par minute. Ces instruments ont une électrode de détection qui détecte l'impulsion auriculaire.

Question 10.
(a) Expliquez le rôle d'un conseiller en génétique. [4]
(b) Écrivez l'agent causal et les principaux symptômes des maladies suivantes : [4]
(i) Poliomyélite
(ii) Typhoïde
(iii) Tuberculose
(iv) Choléra
(c) Citez deux similitudes entre les chromosomes de l'homme et des singes. . [2]
Réponse:
(a) Le domaine des soins de santé qui fournit des conseils par les généticiens experts sur les problèmes génétiques est appelé conseil génétique. Ce n'est pas une technologie mais utilise des techniques biochimiques, statistiques et physiologiques pour déterminer les chances d'apparition de la maladie réelle. Il joue ainsi un rôle important dans le bien-être d'une société saine.

Le conseil génétique est conseillé pour les personnes qui :

  • avez une malformation congénitale due à une maladie génétique.
  • prévoyez d'avoir des enfants après l'âge de 35 ans.
  • ont eu des avortements spontanés.
  • avoir un parent proche atteint d'une maladie ou d'un handicap génétique.
  • sont parents d'un enfant atteint d'une anomalie congénitale ou d'une maladie génétique.
  • avez des troubles ethniques comme la drépanocytose, etc. Le conseil génétique est utile aux couples qui pensent qu'il peut y avoir un risque d'avoir un enfant atteint d'une maladie congénitale. Le conseiller génétique identifie alors le trouble et conseille en conséquence. Cela peut permettre aux couples de sélectionner les enfants exempts d'anomalies liées au sexe chez les enfants. Le conseiller génétique aide ainsi au diagnostic prénatal.

Le conseil génétique donné par les experts est utile aux futurs parents sur les chances de concevoir des enfants atteints de troubles héréditaires. En raison de la connaissance croissante de l'hérédité, nous savons maintenant que de nombreux handicaps ont une origine génétique. Certains de ces troubles génétiques ne peuvent pas être prédits facilement, mais d'autres peuvent l'être. Cela nous a permis de prédire l'apparition de certaines maladies génétiques telles que l'hémophilie, la mucoviscidose, certains types de dystrophie musculaire, etc. si nous disposons d'informations appropriées sur l'histoire de la maladie dans les familles apparentées. Grâce au conseil génétique, l'histoire d'un trouble génétique des familles apparentées est recherchée et sur la base de cette étude, les parents sont informés de la probabilité que ce trouble survienne chez leurs enfants.

Maladie Agent causal Symptômes
(i) Poliomyélite Antivirus ou poliovirus Infection du SNC, les muscles volontaires ne fonctionnent pas et le ou les membres affectés sont paralysés, rendant le patient handicapé, raideur de la nuque.
(ii) Typhoïde Salmonella typhi Fièvre persistante, pouls lent, sensibilité abdominale, langue sèche et enduite, selles savonneuses
(iii) Tuberculose Mycobacterium tuberculosis Fièvre, faiblesse générale, perte d'appétit, toux persistante avec salive/expectorations jaunâtres tachées de sang, douleur thoracique, perte de poids
(iv) Choléra Vibrio cholerae Les selles ont du riz, une apparence d'eau, des vomissements, une diarrhée aiguë, à des stades avancés le choléra entraîne une déshydratation et une perte de minéraux

(c) (i) Le nombre somatique de chromosomes dans les cellules du corps humain est de 46 et celui des grands singes est de 48 chromosomes. L'homme est supposé être descendu d'un stock de 48 chromosomes par une fusion centrée, cependant, le contenu en ADN est le même.
(ii) La comparaison des chromosomes humains et des singes montre que le motif de bandes des chromosomes humains individuels est très similaire et dans certains cas identique au motif de bandes des chromosomes apparemment homologues chez les grands singes. Le motif de bandes des chromosomes 3 et 6 de l'homme et du chimpanzé montre une similitude remarquable dans les bandes indiquant une origine commune.

Le nombre et la morphologie globale des chromosomes dans différentes races humaines sont les mêmes. Cela montre que les différences morphologiques dans les races humaines sont très importantes du point de vue évolutif.


Ordonnancement des filaments de myosine II entraînés par des forces mécaniques : expériences et théorie

Les filaments de myosine II forment des superstructures ordonnées dans les cellules musculaires et non musculaires striées. Dans le muscle strié, les filaments de myosine II (épais), les filaments d'actine (fins) et les filaments élastiques de titine constituent les unités contractiles stéréotypées des muscles appelées sarcomères. Des chaînes linéaires de sarcomères, appelées myofibrilles, sont alignées latéralement pour former des cellules musculaires striées. Il a été proposé que la dépendance observée expérimentalement de l'organisation enregistrée des myofibrilles sur l'élasticité de la matrice extracellulaire résulte des interactions d'éléments contractiles sarcomériques (considérés comme des dipôles de force) à travers la matrice. Les cellules non musculaires forment de petits filaments bipolaires constitués de moins de 30 molécules de myosine II. Ces filaments sont associés dans un registre formant des superstructures (« piles ») orthogonales aux faisceaux de filaments d'actine. La formation d'empilements de filaments de myosine II nécessite l'activité ATPase de la myosine II et la fonction des protéines de réticulation, de polymérisation et de dépolymérisation des filaments d'actine. Nous proposons que les filaments de myosine II intégrés dans un réseau d'actine élastique (IVN) intervenant comme des dipôles de force qui interagissent de manière attrayante à travers le IVN. Ceci est en analogie avec l'image théorique développée pour les myofibrilles où le milieu élastique est maintenant le cytosquelette d'actine lui-même. La formation d'un empilement de myosine dans des cellules non musculaires fournit un nouveau mécanisme d'auto-organisation du cytosquelette d'actine au niveau de la cellule entière.

Cet article fait partie du numéro thématique « L’auto-organisation en biologie cellulaire ».

1. Introduction

Les myosines constituent une superfamille de moteurs moléculaires qui interagissent avec les filaments d'actine et utilisent l'énergie de l'hydrolyse de l'ATP pour se déplacer le long de ces filaments, produisant ainsi des forces mécaniques actives [1,2]. La partie de la molécule de chaîne lourde de myosine qui interagit avec les filaments d'actine, connue sous le nom de tête de myosine, est conservée parmi tous les membres de la superfamille de la myosine, constituée de plus de 30 classes [2]. D'autres parties de la molécule de myosine, le cou et la queue, peuvent différer considérablement selon les différentes classes de myosine. Par rapport aux autres classes de myosine, la sous-famille de la myosine II a la caractéristique unique que ses queues étendues peuvent interagir les unes avec les autres pour former des filaments bipolaires fonctionnels. L'interaction des filaments bipolaires de myosine II avec des réseaux de filaments d'actine orientés de manière opposée tire ces réseaux les uns vers les autres, produisant des contractions typiques des cellules musculaires et non musculaires [3,4].

Cette revue est consacrée à l'organisation des filaments de myosine II dans les cellules musculaires et en particulier non musculaires. Nous discutons des données expérimentales qui élucident l'organisation des filaments de myosine II en superstructures comprenant des dizaines à des centaines de filaments. Ces superstructures ou réseaux génèrent non seulement la contractilité cellulaire mais déterminent également l'organisation globale des filaments d'actine au niveau de la cellule entière. Les filaments d'actine et de myosine II, ainsi que de nombreuses protéines accessoires, forment des structures d'actomyosine caractéristiques telles que des sarcomères dans les cellules musculaires striées et différents types de faisceaux et réseaux d'actine dans les cellules non musculaires. Ces différents types d'organisation du cytosquelette d'actomyosine déterminent la contractilité, l'adhésion, la locomotion et la morphogenèse des cellules. Nous proposons et discutons en outre une théorie unificatrice qui explique la formation des superstructures de myosine comprenant de nombreux filaments de myosine alignés latéralement. Cette théorie considère les filaments de myosine II comme des dipôles de force noyés dans un milieu élastique et prédit l'organisation enregistrée de ces filaments par des forces d'attraction entre ces dipôles.

2. Filaments de myosine II et leur disposition dans le muscle strié

Chaque molécule de myosine II est un hexamère constitué de deux chaînes lourdes et de deux paires de chaînes légères différentes. Chaque chaîne lourde se compose d'un domaine de tête (moteur) N-terminal et d'un long domaine de tige/queue en hélice α reliés par un domaine de cou (bras de levier) (figure 1une). Une molécule de myosine II à deux têtes est assemblée par formation d'une bobine enroulée entre les domaines de queue -hélicoïdaux de deux chaînes lourdes formant une tige de myosine II. Dans la majorité des types de chaînes lourdes de myosine II, la courte séquence à l'extrémité C-terminale n'est pas hélicoïdale et forme un cordier dit C-terminal [5-7]. Deux chaînes légères différentes s'associent aux régions du cou de chaque chaîne lourde (figure 1une) [3,4]. Ces hexamères de myosine II s'assemblent en différents types de superstructures dans différents types de cellules. L'organisation la plus complexe et la plus ordonnée de la myosine II se trouve dans les muscles striés (squelettiques et cardiaques) [4,8] (figure 1b).

Figure 1. (une) Un dessin illustrant l'organisation générique des molécules de myosine II. La myosine II est une protéine hexamérique composée de deux chaînes lourdes et de deux paires de chaînes légères : les chaînes légères essentielles (ELC) et les chaînes légères régulatrices (RLC). Chaque chaîne lourde de myosine II est composée d'un domaine moteur N-terminal contenant des sites de liaison à l'ATP et à l'actine, un domaine de cou (bras de levier) qui lie ELC et RLC, un domaine de tige -hélicoïdale et une queue C-terminale. Les deux chaînes lourdes de la myosine II se dimérisent via des interactions entre les domaines en bâtonnets, formant ensemble une bobine enroulée en hélice . (b) Modes de formation des dimères de myosine II. Deux molécules de myosine peuvent interagir de manière antiparallèle (à gauche) ou parallèle (à droite). L'interaction est médiée par les tiges et les queues des molécules de myosine individuelles et dépend de la distribution de charge le long des tiges. Les déplacements entre les molécules individuelles de myosine II dans les dimères ne peuvent avoir que des valeurs discrètes particulières. (c) Trois types généraux de filaments de myosine II. À gauche : les filaments de myosine II des muscles striés sont constitués de plusieurs centaines de molécules de myosine II et de protéines accessoires (voir texte). Les têtes de myosine sont situées symétriquement sur les côtés des filaments bipolaires laissant une zone nue au milieu. La longueur des filaments musculaires striés humains est d'environ 1600 nm. Au milieu : les filaments de myosine II dans les cellules non musculaires ont une longueur uniforme de 300 nm et se composent d'environ 30 molécules hexamères de myosine (pour les isoformes des chaînes lourdes A et B) ou d'environ 15 molécules (pour l'isoforme C). À droite : les molécules de myosine II du muscle lisse forment généralement de longs filaments polaires latéraux (face polaires) dépourvus de la zone dénudée. (Version en ligne en couleur.)

Le tissu musculaire est très contractile et produit un large éventail de forces actives afin de déplacer le squelette de tous les animaux bilatériens. L'unité contractile de base des muscles striés du corps est connue sous le nom de sarcomère [4,8,9]. Chaque sarcomère stéréotypé est bordé de deux disques en Z, qui ancrent les extrémités barbelées (plus) de deux réseaux de filaments d'actine polaire (minces) hautement organisés, orientés dans des directions opposées (figure 2). Cette organisation garantit que les filaments linéaires d'actine (fins) font face avec leurs extrémités pointues (moins) vers le centre du sarcomère, où se trouvent les filaments bipolaires de myosine (épais). Chaque disque Z contient de nombreuses protéines accessoires : le plus important, la -actinine, l'agent de réticulation du filament d'actine, les protéines de la famille ZASP se liant à la -actinine (ZASP signifie « Z-band alternativement spliced ​​PDZ motif-containing protein »), l'actine filament capping cap-Z protéine [8,14], ainsi que les formines [15-17]. Ces protéines réticulent, coiffent ou favorisent la polymérisation des filaments d'actine. Le disque Z ancre également l'extrémité N-terminale de la plus grande protéine humaine nommée titine, qui s'étend avec son extrémité C-terminale jusqu'à la ligne M au milieu du sarcomère (voir ci-dessous) et relie ainsi de manière stable l'actine avec les filaments de myosine (figure 2) [18]. Dans son état complètement étendu, la titine mesure plus de 1,5 µm de long, ce qui a alimenté l'idée qu'il s'agit d'une règle moléculaire déterminant la longueur stéréotypée des sarcomères [19]. Les sarcomères dans les muscles squelettiques humains détendus mesurent entre 3,0 et 3,4 µm de long, selon le sous-type musculaire [20,21]. Dans les cardiomyocytes de mammifères, les sarcomères sont plus courts (1,6 à 2,3 µm de long) [10,22,23]. Dans les muscles matures, les molécules de titine couvrent la moitié du sarcomère, de sorte que 6 molécules de titine relient chaque filament de myosine avec des disques Z de chaque côté [24].

Figure 2. Morphologie du muscle strié. (une) En haut : Une caricature représentant des fibres musculaires squelettiques attachées aux tendons aux deux extrémités. Notez la rectitude des fibres musculaires indiquant une tension dans le système muscle-tendon. Milieu : Zoom avant montrant l'organisation linéaire des myofibrilles striées. Notez l'alignement latéral des myofibrilles résultant en une striation croisée des fibres musculaires. En bas : zoom avant illustrant l'organisation d'un sarcomère individuel dans le muscle strié. Notez la longueur stéréotypée des sarcomères (3,0 à 3,4 µm), qui est généralement inférieure d'un ordre de grandeur à la longueur totale des fibres musculaires. Dans les cardiomyocytes, la longueur du sarcomère est légèrement plus petite que dans les muscles squelettiques (1,6–2,3 µm) [10]. Ce schéma a été modifié de Lemke & Schnorrer [11]. (b,c) Immuno-colorations de myofibrilles dans un cardiomyocyte de rat en culture (b, CMH en rouge, myomésine en jaune) et dans un Drosophile muscle de la jambe (c, actine en rouge, protéine associée au disque Z kettine [12] en vert) présentant des myofibrilles hautement enregistrées résultant en des motifs musculaires striés. () Pas tout Drosophile les types de muscles sont striés. Bien que les myofibrilles individuelles du Drosophile les muscles du vol (actine en rouge, kettine en vert) sont très réguliers, ils ne sont pas enregistrés avec leurs myofibrilles voisines. Voir Spletter & Schnorrer [13] pour une brève revue des différents types de muscles. Les barres d'échelle correspondent à 10 µm. Partie b est une gracieuseté du Dr Yfat Yahalom-Ronen (Weizmann Institute of Science), c et ont été acquis par Christiane Barz (Institut Max Planck de Biochimie).

Les filaments épais des muscles striés sont de très gros complexes moléculaires allongés d'environ 1600 nm de longueur et 30 nm de diamètre (chez les vertébrés), contenant environ 300 hexamères d'isoformes de myosine II [25] ainsi qu'un certain nombre de protéines accessoires [10]. Les hexamères musculaires de la myosine II sont organisés au sein d'un filament bipolaire, avec les têtes présentes aux deux extrémités et une zone dénudée dans la partie médiane du filament (figure 1c). La structure exacte d'un filament épais est quelque peu différente selon les espèces, mais les principes généraux proposés il y a plus de 40 ans [26] sont toujours valables pour tous les types de filaments épais de muscle strié [4]. Des études récentes de tomographie cryoélectronique ont révélé les détails de l'organisation des filaments épais dans le muscle du vol des insectes à une résolution presque atomique [27]. Les filaments sont formés par les interactions des domaines en bâtonnets des molécules individuelles de la chaîne lourde de la myosine. La zone centrale nue est constituée de tiges de myosine antiparallèles, constituant la base d'un filament parfaitement bipolaire. Les têtes motrices de la myosine faisant saillie latéralement sont organisées en un réseau hélicoïdal [4,28]. Il a été établi que seuls des décalages particuliers entre les bâtonnets de myosine interagissant de façon antiparallèle ou parallèle sont autorisés (figure 1b) [26], ce qui peut s'expliquer par une répartition inégale des charges positives et négatives le long de la tige [29,30]. On pense que ces configurations autorisées déterminent l'organisation de l'ensemble du filament [4,26].

Chez les sarcomères vertébrés matures, une protéine accessoire de la myosine importante est la protéine C liant la myosine (MyBP-C ou protéine C) [31]. Les domaines C-terminaux de MyBP-C longent la surface du filament de myosine, tandis que le N-terminal s'étend vers les filaments d'actine voisins [32] et est proposé pour moduler les interactions d'actomyosine lors des contractions musculaires [33]. Chez les insectes et autres invertébrés, les filaments épais ont un noyau constitué de la protéine paramyosine, qui est homologue à la partie tige de la molécule de myosine II [27]. Différentes versions de la paramyosine sont présentes dans des types de muscles d'insectes fonctionnellement différents [34,35]. Une autre caractéristique des myofibrilles dans les muscles spécialisés du vol indirect des insectes activés par l'étirement est que les fibrilles individuelles ne s'alignent pas avec les voisins (le type d'organisation est appelé muscle «fibrillaire», figure 2c,) [35]. Cependant, le mécanisme moléculaire ou des protéines particulières responsables du manque d'alignement des myofibrilles individuelles dans les muscles du vol des insectes reste à identifier.

À plus grande échelle, tous les filaments de myosine de chaque sarcomère sont organisés en un réseau ordonné aligné sur une structure connue sous le nom de ligne M qui relie le centre des zones nues des filaments individuels (figure 2une) [8,9,36]. La lignée M est constituée de plusieurs composants protéiques parmi lesquels les protéines élastiques de la famille des myomésines, dont la protéine M, jouent un rôle majeur [36,37]. L'obscurine est une autre grande protéine sarcomérique que l'on trouve au niveau du disque Z et de la ligne M des muscles vertébrés matures. Il présente des similitudes significatives avec la famille des protéines titines [38]. Cependant, chez les insectes, l'obscurine est largement présente au niveau de la ligne M, où elle est nécessaire à l'assemblage et à l'alignement symétriques des filaments épais lors du développement des muscles du vol [39].

À l'extrémité se trouvent les filaments épais très longs et bien alignés que l'on trouve dans le muscle de capture de certains mollusques (par exemple, dans le muscle rétracteur du byssus antérieur (MRAB) Mytile), dans laquelle les filaments épais mesurent jusqu'à 25 µm de long et empilés jusqu'à 75 µm de diamètre [40]. Cette organisation particulière serait causée par des concentrations particulièrement élevées de paramyosine présentes au cœur du filament épais [41]. Ces très longs filaments épais dans le muscle de capture des mollusques contiennent une longue région de chevauchement acto-myosine et permettent ainsi une production de force très élevée, trois à quatre fois supérieure à celle des autres muscles [42].

Les filaments d'actine dans le sarcomère sont également associés à plusieurs protéines accessoires importantes. L'un d'eux est la nébuline, une autre protéine géante, qui dans le muscle des vertébrés s'étend sur presque toute la longueur de chaque filament d'actine. La nébuline régule la dynamique de l'actine et détermine éventuellement la longueur des filaments fins [43]. De plus, chaque filament d'actine est associé à deux brins de molécules de tropomyosine assemblés tête-bêche le long de deux hélices du filament d'actine [4,44]. La protéine régulatrice troponine est périodiquement localisée le long du filament d'actine/tropomyosine et régule la position des brins de tropomyosine sur le filament d'actine d'une manière dépendante du Ca++.Cela garantit qu'une interaction des têtes motrices de la myosine II avec le filament d'actine, et donc la génération de force productive, n'est possible que lorsque la concentration en Ca ++ dans le cytoplasme dépasse une valeur seuil [44]. Ce type de régulation de la contractilité est spécifique aux muscles striés mais pas aux muscles lisses ou aux cellules non musculaires qui contiennent plusieurs isoformes de tropomyosine mais ne contiennent pas de troponine.

La plupart des muscles du corps des insectes et probablement tous les muscles squelettiques des vertébrés ainsi que le cœur sont des fibres striées. Cela signifie qu'en plus de l'organisation précise au sein de chaque sarcomère et de l'organisation périodique des sarcomères en chaînes appelées myofibrilles, même les myofibrilles sont finalement organisées en registre, de sorte que les bandes Z des myofibrilles voisines sont très peu décalées les unes par rapport aux autres ( Figure 2). Dans les cardiomyocytes matures, les bandes Z des myofibrilles voisines sont reliées par des filaments intermédiaires constitués de la protéine desmine [8,45]. De plus, les bandes Z des myofibrilles périphériques sont liées aux molécules d'intégrines transmembranaires et aux glycoprotéines du complexe dystroglycane qui forment ensemble des structures appelées « costamères », les régions où les fibres musculaires striées adhèrent latéralement à la matrice extracellulaire (ECM ) [45,46]. L'ancrage solide des deux disques Z terminaux de chaque myofibrille aux extrémités musculaires longues de la MEC est au moins aussi important, un processus qui est également médié par l'intégrine [47-49]. Parmi les protéines de liaison de l'intégrine qui interviennent dans l'association de l'intégrine avec les myofibrilles au niveau des costamères ou des disques Z terminaux, on trouve la taline, la kindline, la vinculine, la filamine et d'autres molécules trouvées également dans les adhérences à la matrice cellulaire d'autres types [46,50,51].

Comment l'organisation ordonnée des molécules de myosine et la structure entière des sarcomères et des myofibrilles émergent au cours de la différenciation musculaire est encore mal comprise. Les sarcomères n'existent pas isolément. Ils sont connectés au niveau de leurs disques Z symétriques formant des myofibrilles (figure 2). Chaque myofibrille s'étend sur l'ensemble de la cellule musculaire, reliant mécaniquement les deux sites d'attache muscle-tendon dans le cas des muscles squelettiques humains ou du corps des insectes. Dans le muscle cardiaque, les myofibrilles des cardiomyocytes sont reliées à des disques intercalés (fascia adhérents), les jonctions entre les cardiomyocytes voisins [52]. Dans Drosophile, il a été montré que la tension mécanique est essentielle pour la myofibrillogenèse in vivo [49]. Au cours du développement musculaire, les myotubes relient les deux extrémités aux tendons et créent une tension mécanique. À son tour, la tension déclenche l'auto-organisation simultanée des complexes d'actine, de myosine et de titine en myofibrilles immatures, qui s'étendent d'un site d'attache muscle-tendon à l'autre [11,49]. Ces myofibrilles immatures deviennent alors contractiles et leurs contractions spontanées sont nécessaires à l'alignement latéral des myofibrilles voisines dans l'organisation latérale hautement enregistrée des disques Z et des lignes M dans le muscle strié [53]. Ces conclusions sur le développement des muscles des insectes sont également étayées par les données obtenues dans les muscles du corps du poisson zèbre en développement, qui ont montré que les contractions du développement sont nécessaires pour former des sarcomères réguliers à stries croisées [54].

Outre les filaments d'actine et de myosine musculaire, la titine est essentielle pour assembler les sarcomères et les myofibrilles [55-58]. Comme la titine relie de manière stable les disques Z aux filaments épais et contient un domaine de ressort mécanique endogène, elle est la principale source d'élasticité musculaire passive dans les fibres musculaires matures [43,59]. L'extension du ressort de titine se produit dans la plage de faible pN et est totalement réversible [60,61]. Par conséquent, il est très probable que les forces à travers la molécule de titine, qui finiront par connecter des filaments fins et épais, jouent un rôle important dans le processus d'assemblage des myofibrilles [11].

Ainsi, il devient de plus en plus clair que les forces générées par les filaments de myosine jouent un rôle important dans le processus d'auto-organisation des myofibrilles. Une théorie expliquant un aspect de ce processus, l'organisation enregistrée des myofibrilles, sera discutée ci-dessous.

3. Registre des myofibrilles dans le muscle strié en culture et in vivo

L'organisation des myofibrilles en registre se fait par ordre latéral des myofibrilles voisines. Cet ordre se manifeste par l'alignement de l'emplacement de leurs disques Z et lignes M (figure 2) [53,62].

Des observations expérimentales de stries croisées dans des cellules musculaires embryonnaires cultivées sur des substrats synthétiques déformables [63-66] suggèrent que l'enregistrement des myofibrilles voisines est un processus régulé mécaniquement. L'étendue de la striation est maximale sur des substrats rigides de manière optimale, qui ne sont ni trop mous ni trop rigides [63,64]. L'observation de fortes stries indique le registre local des myofibrilles. En quantifiant systématiquement le registre tout en faisant varier la rigidité du substrat de gel sous-jacent, il a été démontré que la striation et les tensions contractiles produites en battant les cellules du muscle cardiaque montrent une valeur maximale dans une certaine plage de rigidité du substrat [64,65]. Fait intéressant, la rigidité intermédiaire trouvée pour une striation maximale et une force de battement d'environ 5 kPa correspond à la rigidité native du tissu cardiaque embryonnaire. L'exigence de forces mécaniques appropriées pendant le développement musculaire est cohérente avec les résultats susmentionnés selon lesquels les contractions des myofibrilles immatures sont nécessaires pour leur alignement latéral [53].

Cette dépendance de la structure et de la fonction musculaire vis-à-vis de la rigidité de l'environnement et des forces produites par le muscle peut être comprise en termes d'interactions élastiques entre fibrilles par des déformations du substrat sous-jacent induites par les forces contractiles de l'actomyosine. Le traitement théorique des propriétés et des interactions des dipôles de force active [67] fournit un modèle à gros grains pour la contractilité du cytosquelette d'une cellule. De telles idées ont été appliquées pour mesurer quantitativement la réponse mécanique de cellules individuelles [63, 68, 69] ou d'éléments du cytosquelette dans diverses situations [70]. Les exemples incluent l'orientation des fibroblastes sous un étirement externe [71] ou l'orientation mutuelle dépendante de la rigidité du substrat des fibres de stress des cellules souches mésenchymateuses [72]. Dans le cas du muscle, chaque myofibrille est modélisée comme un réseau périodique de forces contractiles, égales et opposées de chacune des têtes de myosine II, elles sont appelées dipôles de force (figure 3une,b) par analogie avec des dipôles électriques qui sont des charges égales et opposées séparées par une distance finie. (Nous soulignons, cependant, que les dipôles de force ne sont qu'analogues aux dipôles électriques et ne sont pas identiques avec eux, même les propriétés mathématiques des deux sont différentes puisque la charge est une quantité scalaire (indépendante de la direction), tandis que la force est un vecteur (direction- dépendant) quantité ci-dessous on note les vecteurs en gras et leurs composantes par un index.) Les dipôles de force déforment le substrat élastique via le couplage de l'acto-myosine contractile aux réticulants (disques Z) ces forces s'exercent alors sur le substrat à les sites d'adhésion costamère des disques Z [62].

Figure 3. Illustration de myofibrilles musculaires striées interagissant à travers des déformations du substrat mou. (une) Vue de la cellule musculaire entière cultivée sur un substrat élastique. Trois myofibrilles qui s'étendent sur la cellule sont représentées, avec des carrés sombres indiquant la position du filament de myosine. Les disques Z ne sont pas affichés. Chaque extrémité d'une myofibrille est ancrée à un rectangle gris symbolisant un site d'attache muscle-tendon dans le cas des muscles squelettiques humains ou du corps d'insecte, ou un disque intercalé reliant les cardiomyocytes voisins dans le cas du muscle cardiaque. (b) Chaque myofibrille, une série de sarcomères, est couplée mécaniquement au substrat élastique au niveau des disques Z à travers les complexes adhésifs transmembranaires contenant des intégrines appelés costamères. (c) Schéma du motif de déformation transduit dans le substrat par une seule fibrille. Les régions claires et sombres représentent les régions où le substrat est dilaté ou contracté. Les déformations décroissent avec la distance transversale de la myofibrille. () Une paire de fibrilles voisines représentées comme des réseaux de dipôles de force. Ils sont décalés d'une distance et subissent une force élastique induite par le substrat qui tend à les pousser vers un alignement mutuel [62].

Nous esquissons maintenant les éléments de base de la théorie du dipôle de force des interactions induites par la déformation entre des unités d'acto-myosine distinctes et bien séparées en utilisant un modèle dans lequel le milieu élastique intermédiaire (ou substrat) est représenté comme un milieu élastique linéaire (c'est-à-dire où le la contrainte est proportionnelle à la déformation). Le déplacement en un point r situé sur la surface (z = 0) d'un milieu (ou substrat) linéairement élastique semi-infini provoqué par une force agissant dans la direction j = x, y à un autre endroit (choisi pour être l'origine) à la surface de ce milieu semi-infini est donné par Landau et al. [73],

En considérant environ 100 têtes de filaments de myosine dans un sarcomère [25], chacune produisant une force contractile d'environ 1 pN [75], une estimation raisonnable de la force contractile par sarcomère est d'environ 100 pN [62]. Dans ce cas, chaque dipôle de force est la paire de forces agissant sur le substrat élastique à travers les costameres au niveau des disques Z, comme le montre la figure 3b. L'étendue spatiale d'un tel dipôle correspond donc à la taille d'un sarcomère. La transduction de ces forces sarcomériques dans le milieu ou le substrat par des adhérences couplant les deux, induit un champ de contrainte spatialement et périodiquement modelé dans le substrat avec des régions alternées de compression et d'expansion illustrées respectivement à la figure 3c que les régions sombres et claires. Compte tenu des contraintes induites par une myofibrille, un sarcomère de la myofibrille voisine située dans une région dilatée du milieu peut alors compresser activement cette région, ramenant le milieu plus près de son état non déformé et abaissant ainsi l'énergie de déformation globale du milieu élastique. Ce biais médium dans le positionnement d'une unité contractile voisine (figure 3), modèle une configuration enregistrée de fibrilles voisines.

En incluant le bruit moléculaire inhérent aux cellules, une telle approche théorique peut cartographier la dépendance du registre à la rigidité du substrat sur celle des souches de battement mesurées générées par les cardiomyocytes [76]. Le bon accord de la théorie avec les expériences relie le battement corrélé des cellules cardiaques au registre structurel des myofibrilles, qui à son tour est régulé par leur environnement élastique. Enfin, nous commentons la possibilité d'enregistrement induit par des interactions mécaniques dans le tissu musculaire in vivo. Les expériences de culture cellulaire [63] décrites dans cette section et in vivo des études sur le muscle d'insecte [49] montrent que des facteurs mécaniques tels que la raideur et la tension sont importants dans le registre ou la striation croisée des myofibrilles. Le modèle théorique proposé est basé sur des déformations élastiques résultant de myofibrilles contractiles actives sous tension. De plus, les fibrilles musculaires immatures (prémyofibrilles) sont moins ordonnées dans les deux cas. Ceci est cohérent avec une progression graduelle vers l'ordre suggérée par un mécanisme entraîné par la force.

4. Existe-t-il une organisation d'ordre supérieur des filaments de myosine II dans les cellules musculaires lisses ?

Les cellules musculaires lisses des vertébrés, comme le montre leur nomenclature, n'ont pas de stries apparentes et ne présentent donc pas l'organisation sarcomérique hautement ordonnée typique du muscle strié [4,77]. Les homologues des disques Z dans le muscle lisse sont les corps denses qui, par analogie avec les disques Z, maintiennent ensemble les extrémités barbelées des filaments d'actine et sont enrichis en -actinine [78]. Comme dans les disques Z du muscle strié des vertébrés, les corps denses sont liés par des filaments intermédiaires de desmine, très abondants dans le muscle lisse [78,79]. Des structures similaires aux corps denses, appelées plaques denses, sont associées à la membrane plasmique et interviennent dans l'adhésion des cellules musculaires lisses à la MEC. Ces structures sont homologues aux adhérences focales dans les cellules non musculaires et contiennent des protéines caractéristiques telles que la vinculine et l'intégrine [80,81]. Il n'y a pas d'homologue de la bande M dans les cellules musculaires lisses et les filaments de myosine des muscles lisses ne forment pas de réseaux ordonnés, mais s'interdigitent plutôt avec les filaments d'actine hors registre. L'organisation et la dynamique des filaments formés par les molécules de myosine du muscle lisse contenant une isoforme de chaîne lourde spécifique au muscle lisse sont généralement différentes de celles du muscle strié. Dans la majorité des muscles lisses des vertébrés, les filaments de myosine ne sont pas bipolaires mais contiennent des têtes de myosine sur toute leur longueur (filaments dits face-polaire ou latéral-polaire figure 1c) [82,83]. Ces filaments ou rubans peuvent être polymérisés à partir de myosine musculaire lisse purifiée in vitro [83]. On prétend même que la longueur des filaments de myosine II dans les cellules musculaires lisses n'est pas constante mais varie dans une large gamme [84] même s'il n'y a pas d'accord complet sur ce sujet [85,86].

Les cellules musculaires lisses n'expriment pas la troponine et, par conséquent, la régulation dépendante du Ca++ des interactions entre l'actine et les filaments de myosine est significativement différente de celle du muscle strié. L'activité ATPase de la myosine II du muscle lisse et la capacité à s'assembler en filaments sont régulées par la phosphorylation des chaînes légères régulatrices (RLC) [87-91]. Un type similaire de régulation de la myosine II se produit dans les cellules non musculaires [3]. Dans le muscle strié cardiaque, la phosphorylation du RLC est constitutive et semble nécessaire à la fonction de contractilité optimale [92].

Même si le degré d'ordre dans l'organisation des filaments d'actine et de myosine des muscles lisses est apparemment moindre que dans le muscle strié, le degré d'ordre d'actomyosine dans les muscles lisses pourrait être sous-estimé. En effet, certaines structures du muscle lisse pourraient présenter une organisation assez régulière. Par exemple, des plaques denses contenant de la vinculine sont disposées assez régulièrement dans des cellules musculaires lisses en culture [80]. Une plus grande régularité dans l'organisation du cytosquelette d'actomyosine dans les cellules musculaires lisses sera, espérons-le, révélée dans de futures études utilisant la microscopie optique à super-résolution.

5. Réseaux ordonnés de filaments de myosine II dans des cellules non musculaires

La première indication que les cellules non musculaires peuvent également assembler des filaments de myosine a été obtenue il y a longtemps en utilisant la microscopie immuno-électronique [93]. Des images de meilleure qualité de ces filaments ont ensuite été fournies par la technique des répliques en platine de cellules perméabilisées, à partir desquelles les filaments d'actine ont été retirés par incubation avec la protéine dépolymérisant l'actine gelsoline [94, 95]. La microscopie électronique à transmission de ces répliques a révélé que dans les fibroblastes cultivés, de nombreux filaments de myosine non musculaires bipolaires de longueur uniforme (environ 300 nm) étaient présents. Ceux-ci apparaissaient souvent sous forme de groupes de filaments parallèles appelés rubans ou empilements [94]. Plus tard, de tels empilements ont également été observés dans d'autres types de cellules en utilisant des techniques similaires [95,96]. Biochimiquement, les isoformes non musculaires des vertébrés sont représentées par trois types de chaînes lourdes, MHC-A (Myh9), -B (Monh10) et C (Monh14), qui interagissent avec les mêmes chaînes légères essentielles et régulatrices [3,97]. Chacun des types de myosine II non musculaire peut s'assembler en filaments in vitro [98]. Il a été documenté que les molécules de myosine IIA et IIB peuvent co-assembler en un seul filament [99-101], même si ces isoformes se séparent généralement les unes des autres, entraînant une accumulation antérieure et postérieure de myosine IIA et IIB, respectivement, dans des cellules polarisées [ 101-103]. Fait intéressant, toutes les isoformes de la myosine II non musculaire peuvent s'assembler avec la myosine 18A, qui par elle-même peut former des dimères antiparallèles, mais pas de gros filaments, et n'a pas l'activité ATPase [104]. Ainsi, la myosine 18A peut réguler l'assemblage d'autres filaments de myosine II non musculaires in vivo ou médiatisent leurs interactions avec certaines protéines associées [104].

Des expériences avec le knockdown sélectif de la myosine IIA ou IIB ont révélé que la myosine IIA a tendance à contribuer davantage à la contractilité cellulaire globale, tandis que la myosine IIB a tendance à être plus impliquée dans la régulation de la polarité avant-arrière des cellules, le guidage de la migration cellulaire et le remodelage de la matrice [3,105 –109]. La répartition entre les fonctions de la myosine IIA et IIB peut également dépendre du type de cellule.

La microscopie à fluorescence régulière a une résolution insuffisante pour la visualisation des petits filaments de myosine II de 300 nm dans les cellules non musculaires. Cependant, même dans les premières études d'immunofluorescence de la localisation de la myosine II, la distribution périodique évidente des entités de la myosine II (striations) a été observée [110,111]. L'introduction récente de l'imagerie à super-résolution, en particulier de la microscopie à illumination structurée (SIM) [112,113], a permis une meilleure visualisation des filaments de myosine II et des superstructures formées par de tels filaments, ainsi que leur dynamique dans les cellules vivantes [114-117 ].

Les filaments de myosine et les empilements de filaments dans les cellules sont principalement associés à des faisceaux de filaments d'actine. Les principales structures contenant de la myosine II sont les faisceaux d'actine organisés et parallèles ou les fibres de stress typiques des cellules de type fibroblaste polarisées (figure 4). Les types apparentés de structures comprenant des empilements de filaments de myosine sont les arcs ou faisceaux circonférentiels d'actine qui émergent à la périphérie des cellules étalées [114]. Une étude récente de la distribution des filaments de myosine IIA a révélé que dans les fibres de stress et les arcs, les filaments de myosine sont orientés parallèlement aux filaments d'actine et co-localisent avec les régions enrichies par les extrémités pointues (moins) des filaments d'actine associés à la protéine tropomoduline. (figure 4) [117]. Cela signifie que les filaments de myosine relient des réseaux de filaments d'actine de polarité opposée. Conformément aux études précédentes [93, 94, 111], le long des fibres ou arcs de stress, les filaments de myosine sont distribués de façon périodique, en alternance avec des régions enrichies en protéines de réticulation des filaments d'actine α-actinine-1 et -4 [117 ]. Les régions enrichies en α-actinine sont également enrichies des extrémités barbelées (plus) des filaments d'actine, qui peuvent incorporer de l'actine monomère (G) [117]. Les sites avec l'incorporation la plus importante de G-actine sont les adhérences focales, des complexes moléculaires reliant les extrémités des fibres de stress aux molécules d'intégrine transmembranaire [118].

Figure 4. Filaments de myosine IIA et empilements de filaments dans des fibroblastes d'embryon de rat REF52. (une) Distribution complémentaire des filaments de myosine II et des domaines enrichis en -actinine dans les cellules REF52 co-exprimant α-actinine-1-mCherry (bleu) et RLC-GFP (jaune). Les images RLC des régions encadrées montrées à fort grossissement dans l'encart sur la droite affichent un filament de myosine putatif et une pile de filaments de myosine, comme indiqué dans le schéma. Les images ont été prises à l'aide d'un microscope Nikon 3D-SIM. Barre d'échelle, 5 µm. (b) Schéma illustrant l'organisation des filaments d'actine et de myosine II dans les unités quasi-sarcomériques des fibres de stress ou des arcs transversaux. Un seul « sarcomère » est affiché. Les extrémités barbelées des filaments d'actine (visualisées par l'incorporation de G-actine) sont situées dans les zones enrichies en α-actinine, tandis que les extrémités pointues (décorées par la tropmoduline 3) se chevauchent avec les empilements de filaments de myosine.

L'organisation périodique de la myosine II et de la -actinine dans les fibres de stress et les arcs circonférentiels est quelque peu similaire à l'organisation des sarcomères périodiques dans les myofibrilles (voir ci-dessus). Cependant, il existe plusieurs différences importantes entre la structure des myofibrilles par rapport à celle des fibres ou des arcs de stress non musculaire. Tout d'abord, les filaments de myosine II des cellules non musculaires sont environ cinq fois plus courts que les filaments épais des muscles striés (300 nm contre 1600 nm). De plus, les largeurs des zones riches en α-actinine dans les fibres de contrainte et les arcs situés au centre, contrairement à celles des disques Z, ne sont pas uniformes, mais présentent une large distribution de longueur (dans une plage comprise entre 300 et 1000 nm). Dans les arcs périphériques, ces zones sont encore plus larges que dans les arcs centraux et dans les fibres de contrainte [117]. De plus, alors que la contraction sarcomérique provoque un raccourcissement de la distance entre les disques Z, la contraction des fibres ou des arcs de stress semble impliquer une diminution des longueurs des zones riches en α-actinine elles-mêmes [117].

Des homologues de la protéine obscurine de la ligne M qui maintiennent ensemble les filaments de myosine dans les myofibrilles [39] ont récemment été trouvés dans plusieurs types de tissus et d'organes non musculaires, notamment le cerveau, la peau, les reins, le foie, la rate et les poumons [119] ainsi que dans des cellules épithéliales cultivées [120]. Cependant, il manque des preuves directes que l'obscurine ou des protéines de type obscurine médient le lien entre les filaments de myosine II dans les cellules non musculaires. De plus, même s'il existe des données dans la littérature indiquant la présence de molécules liées à la titine dans les cellules non musculaires [121], et que certains auteurs attribuent la forte élasticité des fibres aux contraintes à la présence de telles molécules [122, 123], l'existence de la Les filaments élastiques géants de type titine reliant les filaments d'actine et de myosine II dans les cellules non musculaires n'ont pas été confirmés. La réponse élastique des fibres de stress peut plutôt être liée à la fonction de la protéine de liaison à l'-actinine mécanosensible, la zyxine [124,125].

Les différences structurelles profondes entre l'organisation des filaments de myosine dans les myofibrilles par rapport aux fibres de stress et aux arcs des cellules non musculaires correspondent aux taux très différents de renouvellement des filaments. Dans les expériences de récupération de fluorescence après photo-blanchiment (FRAP), la récupération de la fluorescence des chaînes légères ou lourdes de myosine non musculaires marquées a été observée en moins d'une minute, suggérant un renouvellement rapide des filaments de myosine [117], tandis que la caractéristique FRAP le temps pour les filaments de myosine dans les cellules musculaires dépassait une heure [126].

Fait intéressant, outre les fibres de stress et les arcs circonférentiels, des empilements enregistrés de filaments de myosine II ont également été trouvés dans d'autres domaines du cytosquelette d'actine. La microscopie SIM a révélé de telles structures dans l'anneau contractile des cellules humaines en division pendant la cytokinèse [115]. La distribution périodique des amas de myosine II dans l'anneau contractile a également été remarquée dans d'autres études [127]. L'architecture de l'anneau contractile d'actomyosine n'est pas entièrement comprise même si plusieurs modèles ont été suggérés [128-130]. La distribution périodique des empilements de myosine dans l'anneau contractile met en évidence une similitude intéressante avec les faisceaux circonférentiels d'actine dans les cellules en interphase. Un autre type d'anneau d'actomyosine contenant des empilements de filaments de myosine II périodiquement distribués est représenté par des ceintures d'adhésion de cellules épithéliales dans la couche épithéliale hautement ordonnée de l'organe de Corti [131]. Ici, contrairement à d'autres types de structures de filaments de myosine dans les cellules non musculaires, les filaments de myosine sont formés par des molécules isoformes de myosine IIC. Une caractéristique particulière de ces ceintures d'adhérence est qu'elles sont organisées en registre de sorte que les réseaux de filaments de myosine dans une cellule soient situés exactement à l'opposé du réseau symétrique dans une cellule adhérente voisine [131]. Une organisation ordonnée des amas de filaments de myosine IIA a également été trouvée dans les jonctions médiées par la cadhérine entre les cellules épithéliales intestinales humaines Caco-2 [132].

Comment se forment ces structures hautement organisées de la myosine II et quelles pourraient être leurs fonctions dans les cellules non musculaires ? Pour répondre à la première question, il convient d'étudier les processus de formation et d'assemblage des filaments de myosine. La myosine II dans les cellules non musculaires est régulée principalement par la phosphorylation des RLC. En particulier, les molécules de myosine II ne s'assemblent en filaments que si les RLC sont phosphorylées [3,133]. Cette phosphorylation est médiée par plusieurs enzymes, notamment la myosine light chain kinase (MLCK) et la Rho kinase (ROCK). ROCK, en outre, phosphoryle et inactive la phosphatase de la chaîne légère de la myosine (MLCP), qui s'oppose normalement à la phosphorylation des RLC [3]. Ainsi, ROCK et son activateur en amont, la petite protéine G Rho, agissent comme des régulateurs principaux de la formation de filaments de myosine II dans les cellules non musculaires. L'inhibition de ROCK par un médicament spécifique Y27632 entraîne le désassemblage total des filaments de myosine II dans la partie centrale de la cellule [117]. Il pourrait cependant y avoir des différences spatiales dans la régulation de la phosphorylation des RLC. A la périphérie cellulaire, la formation des nouveaux filaments de myosine est moins sensible au traitement Y27632 [116], probablement parce que dans cette région elle dépend plus de MLCK que de ROCK [116,134].

L'assemblage des molécules de myosine II en filaments dépend également de plusieurs autres événements régulateurs, notamment la phosphorylation de la chaîne lourde de myosine II [135-137] et l'action d'un chaperon de myosine UNC-45a [138]. Les réseaux de signalisation régulant ces processus ne sont pas complètement connus. En général, les conditions dans lesquelles l'assemblage des molécules de myosine II en filaments peut se produire sont satisfaites à la périphérie de la cellule. Cela inclut probablement l'activité des petites protéines G de la famille Rho et leurs cibles de protéine kinase en aval, qui sont nécessaires pour une phosphorylation appropriée des sous-unités des molécules de myosine. L'assemblage de nouveaux filaments de myosine a été trouvé au niveau des adhérences focales, où la protéine G active Rac1 ainsi que la protéine kinase C (PKC) stimulent la phosphorylation de la chaîne lourde de la myosine à la sérine 1916 [137]. L'assemblage de nouveaux filaments de myosine II a également été observé dans d'autres régions périphériques de la cellule comme à l'interface lamellipode–lamellum [115–117,139]. Il se pourrait que la formation de nouveaux filaments de myosine II in vivo est facilitée par leurs interactions avec les faisceaux d'actine nouvellement formés qui apparaissent à la suite de la déramification du réseau Arp2/3 dans les lamellipodes. Ce processus peut conduire à la formation d'arcs transversaux au bord arrière des lamellipodes [140–142].

Dès qu'un filament de myosine se forme, il apparaît associé à un mince faisceau de filaments d'actine [116,117] et commence à se déplacer vers le centre cellulaire. Au cours d'un tel mouvement, le filament est incorporé dans des superstructures préexistantes (piles) formées par d'autres filaments. Ce processus semble sous-tendre la formation et le maintien des empilements de myosine observés. Il a été récemment montré qu'en plus de ce processus (appelé concaténation), les filaments de myosine peuvent subir une scission ou une séparation, de sorte qu'un seul filament se transforme en deux filaments « filles » séparés [115,116]. Il a été montré qu'un tel partage des filaments de myosine dépendait de la polymérisation des filaments d'actine ainsi que de l'activité de MLCK [116]. Le mécanisme exact de la partition des filaments de myosine n'a pas encore été établi de manière concluante. Évidemment, comprendre ce phénomène permettrait de mieux comprendre le mécanisme d'auto-organisation des filaments de myosine dans les cellules non musculaires.

Alors que l'expansion des filaments en fonction de leur partitionnement pourrait être l'un des mécanismes par lesquels les filaments de myosine forment des piles, Hu et al. ont démontré plusieurs événements lorsque le mouvement des filaments de myosine existants en alignement avec un autre et celui de deux piles de myosine existantes en alignement l'un avec l'autre s'est produit [117]. La formation d'empilements de filaments de myosine est parfois précédée d'un mouvement des filaments de myosine sur une distance d'environ 1 µm. Un tel mouvement à longue distance est compatible avec une force émergente entre les filaments agissant sur une longue distance. In vitro des expériences avec de la myosine IIB purifiée ont démontré la formation de complexes constitués d'un petit nombre de filaments voisins [98] mais pas les grands empilements micrométriques où l'enregistrement se produit sur plus de 10 filaments observés dans les cellules [117].

Pour étudier systématiquement les exigences moléculaires pour la formation d'empilement de filaments de myosine, Hu et al. a rompu les filaments de myosine par traitement cellulaire avec l'inhibiteur de ROCK Y27632 et observé la récupération des filaments et des empilements de filaments dans diverses conditions. Il a été montré que non seulement l'activité mécanochimique de la myosine, mais aussi la dynamique et l'organisation des filaments d'actine, sont importantes pour la formation de l'empilement. Les inhibiteurs de la polymérisation ou de la dépolymérisation de l'actine entraînée par la formine n'ont pas interféré avec la récupération des filaments de myosine II mais ont bloqué leur assemblage en piles. Les protéines associées à l'actine impliquées dans le processus de formation de l'empilement comprennent la formine Fmnl3, connue pour être un puissant activateur de l'allongement des filaments d'actine [143]. De même, la formine mDia1 s'est avérée nécessaire pour l'organisation ordonnée des filaments de myosine IIA associés aux jonctions cellule-cellule [132]. La cofiline1, un facteur connu de séparation et de dépolymérisation des filaments d'actine [144], s'est également avérée être impliquée dans la formation de l'empilement de filaments de myosine IIA [117]. Enfin, la formation de ces empilements dépendait de la protéine de réticulation de l'actine α-actinine-4 et dans une moindre mesure de la -actinine-1 [117].

Pour expliquer le processus de formation d'empilements de filaments de myosine dépendants de l'actine dans les cellules non musculaires et, en particulier, l'émergence d'une force qui agit entre les filaments de myosine avec une gamme beaucoup plus large qu'une échelle moléculaire typique, nous avons adapté la théorie développée pour le explication de l'organisation enregistrée des sarcomères dans le muscle strié.

6. Interactions entre filaments de myosine II à travers le réseau d'actine intermédiaire : un modèle théorique

Dans cette section, nous résumons une théorie qui montre comment les filaments de myosine peuvent interagir via leurs déformations mutuelles du milieu élastique intermédiaire. Comme discuté ci-dessus pour les cellules cultivées sur des substrats déformables mous, l'organisation parallèle des fibres de stress [72], ainsi que l'organisation enregistrée des myofibrilles dans les cardiomyocytes [76], peuvent s'expliquer par l'interaction efficace des éléments contractiles cellulaires à travers les substrats élastiques. Nous adaptons maintenant ces idées au cytosquelette de cellules cultivées sur rigide substrats où les interactions entre les filaments de myosine via des déformations du réseau cytosquelettique relativement désorganisé qui les entoure et les relie [117,145,146] peuvent enregistrer les filaments de myosine en piles.

La théorie est motivée par les observations suivantes [117] : (i) Les empilements enregistrés se développent dynamiquement et peuvent impliquer des déplacements à l'échelle du micron des filaments de myosine II sur une échelle de temps de quelques minutes. (ii) Les filaments de myosine se déplacent en association avec les fibres d'actine et le registre nécessite une dynamique d'actine que les piles se désassemblent lorsque la polymérisation de l'actine est inhibée. (iii) Le registre est perdu lorsque la contractilité est bloquée par des inhibiteurs de contractilité tels que la blebbistatine. La sensibilité à la dynamique de l'actomyosine ne peut pas être attribuée uniquement au renouvellement local au niveau moléculaire des filaments d'actine et de myosine, car ces cinétiques qui se déroulent sur des dizaines de secondes, telles que déterminées par les expériences FRAP, sont beaucoup plus rapides que les échelles de temps de minutes requises. pour qu'un registre soit établi [117].

Ces considérations nous amènent à nous concentrer théoriquement sur le rôle de la transmission de force due à la contractilité de l'actomyosine au lieu des associations moléculaires directes des filaments de myosine. Même en l'absence d'un substrat déformable mou, les interactions élastiques entre les éléments d'actomyosine voisins sur les fibres de stress organisées peuvent être médiées par les déformations induites par l'actomyosine du réseau désordonné d'actine et éventuellement d'autres composants du cytosquelette (ci-après appelé réseau d'intervention ou « IVN '). L'existence d'un tel réseau peut être déduite d'études antérieures en microscopie optique et électronique. En particulier, un réseau d'intervention d'actine peut être observé dans les images récentes de STORM [145] ainsi que dans des études antérieures en microscopie électronique [146]. Nous émettons l'hypothèse que les filaments de myosine interagissent les uns avec les autres à travers un tel réseau (figure 5a–c). Une unité d'actomyosine sur une fibre de contrainte déforme l'IVN. Cette déformation interagit mécaniquement avec une unité d'actomyosine contractile sur une fibre de contrainte voisine et entraîne des forces (transmises par l'IVN) qui provoquent la « poussée » des filaments de myosine sur les deux fibres de contrainte voisines les uns avec les autres pour former les piles à travers fibres de stress qui ne sont pas en contact moléculaire direct les unes avec les autres [117].

Figure 5. (une) Caricature montrant des filaments de myosine associés à des fibres de stress voisines avec un réseau intermédiaire de filaments d'actine désordonnés (IVN) entre les fibres voisines. Une image similaire s'applique aux arcs transversaux. Comme le montre le croquis, le même filament d'actine dans l'IVN peut lier deux fibres de contrainte voisines et ainsi les connecter physiquement et les coupler mécaniquement. (b) Géométrie schématique d'interaction de deux dipôles de force parallèles (P1 et P2) séparés par une distance transversale . Chaque dipôle correspond à la paire de forces contractiles appliquées par le filament de myosine bipolaire aux points de contact adhésif avec l'IVN. Les deux dipôles représentant la paire de filaments de myosine sont initialement décalés l'un par rapport à l'autre (hors registre) d'une distance le long de la X-direction. Le dipôle P1 déforme le milieu élastique (IVN) qui exerce ainsi une force sur le deuxième dipôle P2. La composante de cette force dans le X-direction, FX, a tendance à bouger P2 dans le registre avec P1. (c) La même géométrie que dans (b) sauf que maintenant nous considérons une ligne de dipôles uniformément séparés par une distance une comme modèle pour une fibre entière. La déformation du milieu élastique par la ligne de dipôles provoque une force spatialement périodique sur un seul dipôle, P2, une distance transversale à part et décalé du registre de comme dans (b). () Graphique montrant la force médiée par le milieu élastique (pour un coefficient de Poisson ?? = 0,5, milieu incompressible) sur une unité d'actomyosine (dipôle de force) par un autre dipôle comme indiqué dans (b). Nous traçons la force, FX sur un dipôle transmis à travers le milieu élastique (l'IVN intervenant), en fonction de la distance de mésappariement de registre Δ/ré. Un déplacement positif de P1 à une distance Δ du registre, entraîne une force qui agit sur P1 dans le négatif X-direction, démontrant une tendance au repérage (Δ = 0) des deux dipôles. (e) Graphique montrant la force médiée par le milieu élastique FX (pour un ?? = 0,5) sur une unité d'actomyosine (force dipole P2) par une ligne de dipôles (comme modèle d'une fibre de contrainte) comme indiqué dans (c). Cela montre que les forces élastiques médiées par le milieu favorisent l'enregistrement de P2 avec le dipôle le plus proche sur la ligne des dipôles. (F) Tracé de la force transversale Foui entre deux dipôles de force orientés et décalés le long de la X-direction d'une distance , comme indiqué (b), en fonction de leur séparation transversale ré. Les valeurs négatives de Foui car une gamme de séparations transversales implique que les deux dipôles à organisation parallèle sont sollicités par des forces élastiques attractives médiées par le milieu. (g) Tracé de la force transversale Foui sur un dipôle de force par une ligne de dipôles (comme modèle d'une fibre de contrainte) comme indiqué dans (c). Cela montre que les forces médiées par le milieu élastique favorisent l'attraction d'une seule unité d'actomyosine vers un faisceau d'actine déjà formé. Toutes les forces sont remises à l'échelle ici par des échelles appropriées pour le dipôle de force, la distance de séparation et le module d'élasticité, et peuvent être considérées comme étant en unités arbitraires.

L'activité induite par l'hydrolyse de l'ATP amène les moteurs de la myosine II liée à l'actine à produire des forces contractiles par paires sur les filaments d'actine de polarité inversée [75]. Un tel modèle de force de «pincement» peut être modélisé comme un dipôle de force [67,70] de magnitude P qui comprend une paire de forces de myosine égales et opposées (figure 5b,c), chacun de grandeur F, séparés par une distance une, pour que P = F a. Deux de ces unités contractiles d'actomyosine situées sur des faisceaux voisins peuvent interagir mécaniquement par leurs déformations mutuelles du milieu élastique intermédiaire avec lequel elles sont en contact. La force d'une telle unité entraîne une contrainte élastique et un déplacement de l'IVN près d'une unité d'actomyosine voisine située sur un faisceau d'actine adjacent, qui peut alors répondre en se déplaçant ou en s'orientant en réponse à la déformation de l'IVN causée par la première unité. Le filament d'actine IVN entre les faisceaux d'actine voisins (figure 5) est un gel réticulé et peut être modélisé comme un milieu élastique continu et déformable à des échelles de temps suffisamment courtes de secondes [147] appropriées à la transmission de force locale dans notre cas. La description du continuum est valable pour un IVN dense (c'est-à-dire tant que la taille des pores du réseau désordonné est petite par rapport à la taille d'un dipôle de force), ici une unité d'actomyosine comprenant le filament de myosine et les filaments d'actine associés.

Considérons maintenant la déformation élastique de l'IVN en présence de deux tels dipôles de force (figure 5b), P1 à l'origine des coordonnées et P2 à r= (Δ, , 0), représentant deux filaments de myosine voisins sur deux faisceaux d'actine adjacents (orientés dans le X-direction) qui sont séparés par une distance transversale (dans le oui-direction), . La force correspondante dans le X-direction exercée sur le dipôle P2 par l'IVN élastique du fait de sa déformation par les efforts exercés par le premier dipôle, P1, est proportionnel à P2 (et inversement proportionnelle à la rigidité de l'IVN, E) ainsi qu'à la dérivée du champ de contrainte local (qui est calculé à partir du déplacement dans l'équation (3.1)) induit par P1 [74],

La force entre une paire de dipôles donnée par l'équation (6.1) est tracée sur la figure 5 en fonction de la distance par laquelle ils sont mal enregistrés dans leurs positions mutuelles dans le X-direction. Cela montre que si ?? > 0, c'est-à-dire P2 est éloigné de P1 dans une direction, puis la force du milieu sur P2 (voir équation (6.1)), en raison des déformations induites par P1, agit en sens inverse, c'est-à-direça pousse P2 dans le négatif X-direction, vers Δ = 0. Cela montre que les interactions mécaniques induites par la déformation entre les dipôles dans cette géométrie simple ont tendance à les enregistrer. L'interaction d'un dipôle avec une série périodique voisine de dipôles disposés en parallèle (représentant des filaments de myosine le long d'une fibre de contrainte ou d'un arc transversal) se traduit par un profil de force périodique qui le déplace en repérage avec le réseau voisin (figure 5e). (Les positions préférées pour les filaments de myosine sont celles avec une force nulle du milieu et semblent correspondre au registre spatial, = 0.) Les détails derrière cette théorie ont été dérivés en relation avec le registre des sarcomères [62,70]. La force induite par la déformation dans le sens longitudinal (le long de la fibre de contrainte) peut expliquer le glissement de deux empilements différents de filaments de myosine dans un registre mutuel comme observé par Hu et al. [117].

On peut aussi calculer la force sur P2 dans la direction transversale aux faisceaux parallèles (fibres de contrainte), c'est-à-dire y-direction, en raison de la déformation élastique de l'IVN par P1. L'expression résultante de la force transversale est

L'origine physique de ces forces est la tendance du milieu élastique intervenant passif à minimiser ses déformations en réponse aux forces contractiles actives, dépendantes de l'ATP, générées par les dipôles d'actomyosine. Placer un dipôle contractile dans une région où le milieu est déjà dilaté par les autres dipôles réduit la déformation globale du milieu. Les forces contractiles exercées par les deux dipôles déforment le NIV élastique et sont partout localement équilibrées par les forces de rappel élastiques du NIV qui résistent aux déformations mécaniques. Cependant, cet équilibre local n'implique pas nécessairement un équilibre mécanique global (énergie élastique minimale) du système dipôles plus milieu. De plus, les contacts des dipôles de force d'actomyosine avec l'IVN sont soumis à des forces stochastiques changeantes dynamiquement dues aux fluctuations thermiques et moléculaires au sein de l'actine IVN ainsi qu'à des forces déterministes qui découlent de la tendance du milieu élastique à résister à la déformation. Les forces stochastiques permettent des réarrangements locaux des dipôles tandis que les forces déterministes éventuellement - parfois significativement plus longues que celles liées au renouvellement moléculaire - entraînent des translations des dipôles d'une manière qui réduit la déformation globale du milieu (ici, l'IVN) . Cela se produit lorsque les dipôles des faisceaux voisins sont en registre, comme nous l'avons montré ci-dessus. Les changements récemment démontrés en fonction de la charge dans les durées de vie de liaison de la myosine à l'actine [148] peuvent en principe affecter l'étendue de l'empilement de la myosine.

Une raison pour laquelle l'empilement de myosine est perdu lorsque la polymérisation/dépolymérisation de l'actine est supprimée pourrait être liée à la nécessité de la translocation des filaments de myosine le long des faisceaux/réseaux d'actine. Pour que ces éléments d'actomyosine se déplacent en registre et atteignent ainsi l'équilibre mécanique avec leurs faisceaux voisins, les filaments d'actine dans un faisceau doivent se dépolymériser à une extrémité du filament de myosine et polymériser à l'autre, sauf si cela se produit, les filaments de myosine sont stériquement entravés de le déplacement et le registre ne peuvent pas se produire. Étant donné que la polymérisation/dépolymérisation de l'actine est également stochastique, cela suggère que les échelles de temps requises pour le mouvement net dans la direction requise pour l'empilement peuvent être assez longues, ce qui est cohérent avec les temps d'empilement observés d'environ dizaines de minutes [117] pour les myosines qui doivent déplacer d'environ 1 µm dans le registre. Plus précisément, la dépolymérisation de l'actine se déroule à environ 1 nm s -1 [75], de sorte que pour que cela se produise tout au long de l'unité acto-myosine d'une longueur d'environ 1 µm, il faudra des milliers de secondes (des dizaines de minutes).

Contrairement aux forces induites par la déformation décrites ci-dessus, des processus tels que l'expansion des filaments de myosine par division ou l'assemblage préférentiel de plusieurs filaments à proximité les uns des autres [115,116] pourraient en effet expliquer la formation initiale d'empilements de filaments. Cependant, comme déjà discuté ci-dessus, il n'est pas du tout clair qu'une telle configuration initiale puisse être maintenue malgré une variété de forces de désordre dans le cytosquelette - bruit aléatoire à l'échelle moléculaire et moteur ainsi que fluctuations de l'actine par polymérisation/ procédés de dépolymérisation. Les interactions entre les filaments de myosine via IVN fournissent un mécanisme plausible pour les mouvements à longue distance observés des filaments de myosine pour assembler des piles loin de leur point de formation initiale [117] il est également robuste à la présence de bruit, qui contrôle cependant la probabilité que la position de la myosine par rapport à celles d'une fibre de contrainte voisine soit contrôlée par la force. Les événements d'expansion locale [115,116] pourraient agir de concert avec un mécanisme à longue portée tel que ceux que nous décrivons ici. D'autres expériences seront nécessaires pour démêler les effets de ces différents mécanismes. Les perturbations génétiques qui font varier le degré de réticulation et la densité du réseau intervenant pourraient être un test de l'effet des interactions mécaniques. Une autre preuve possible serait la dépendance de l'empilement des filaments de myosine sur la rigidité du substrat dans les cellules cultivées sur des substrats conformes.

7. Remarques finales

Ici, nous avons passé en revue certains aspects de l'émergence d'une organisation hautement ordonnée des filaments de myosine II dans les cellules musculaires striées et non musculaires. Les muscles striés présentent le plus haut niveau d'ordre - une organisation cristalline des filaments de myosine, d'actine et de titine. Des études récentes ont montré que dans les cellules non musculaires, les filaments de myosine II forment également des structures relativement bien ordonnées, telles que des empilements de filaments de myosine associés à des faisceaux d'actine dans les cellules en interphase, l'anneau contractile dans les cellules en division ou des ceintures d'adhésion dans les cellules qui forment la médiation de la cadhérine. jonctions cellule-cellule. Les mécanismes impliqués dans l'établissement et le maintien d'une telle organisation sont divers et incluent des interactions de molécules de myosine II entre elles, avec les filaments d'actine et avec une variété de protéines accessoires qui régulent l'assemblage et la réticulation des filaments d'actine et de myosine. Dans cette revue, nous nous sommes concentrés sur un processus de base qui peut être un dénominateur commun de ces structures auto-organisées : les forces mécaniques à longue portée entre des unités activement contractiles (dipôles de force) noyées dans un milieu élastique.

Des études antérieures ont démontré que la formation de stries correspondant aux structures sarcomériques enregistrées dans les myotubes nouvellement formés [63] et les cardiomyocytes embryonnaires [64] est mieux établie sur des substrats d'une rigidité intermédiaire optimale plutôt que sur ceux qui sont trop mous ou trop rigides. Ceci est corroboré par in vivo des expériences démontrant que des forces mécaniques sont nécessaires dans toute la fibre musculaire afin d'assembler les myofibrilles régulières au cours du développement musculaire précoce [49]. L'observation d'une rigidité optimale du substrat a été expliquée avec succès par une théorie qui supposait que les éléments contractiles sarcomères (dipôles de force) interagissent efficacement les uns avec les autres via le substrat auquel ils sont connectés via les adhérences costamères.

Les cellules non musculaires forment également des réseaux de faisceaux d'actomyosine ordonnés d'une manière dépendante de la rigidité de la matrice [72,149,150]. Cependant, des empilements de myosine bien ordonnés se forment même dans des cellules attachées à des substrats très rigides (lamelles de verre), qui ne peuvent pas arbitrer les interactions élastiques entre les éléments contractiles. Par conséquent, nous avons étendu ici la théorie en considérant les filaments individuels de myosine II non musculaire (au lieu de sarcomères) comme des dipôles de force et le réseau d'actine intracellulaire désordonné (au lieu du substrat) comme le milieu élastique transmettant la force. Cette théorie explique qualitativement la formation de l'organisation enregistrée des filaments de myosine II dans les cellules non musculaires.

Les modèles contemporains de myofibrillogenèse suggèrent que les myofibrilles sont formées à partir de précurseurs, les structures périodiques d'actomyosine qui comprennent des réseaux de filaments de myosine II non musculaire [151, 152]. La formation de telles structures précurseurs peut se dérouler, de manière similaire à la formation d'empilements de myosine II dans des cellules non musculaires, via des interactions de filaments de myosine avec le réseau d'actine intermédiaire. Ainsi, l'auto-organisation des filaments de myosine II entraînée par des forces d'attraction efficaces entre eux (en raison de leurs déformations mutuelles du réseau d'actine intermédiaire) peut être un mécanisme général qui régit l'organisation des systèmes d'actomyosine.

Ce mécanisme peut fonctionner de concert avec d'autres mécanismes basés sur des interactions moléculaires directes ou indirectes entre les filaments de myosine. Alors que les molécules accessoires responsables de la formation de filaments épais et de leurs réseaux dans le muscle strié croisé sont connues, notre connaissance des molécules ayant des fonctions similaires dans les cellules non musculaires est limitée. Les facteurs régulant l'assemblage et le désassemblage des filaments de myosine non musculaire et, en particulier, la duplication ou la partition de tels filaments [115,116] nécessitent évidemment des études plus approfondies.

Enfin, les processus de formation des empilements de myosine pourraient sous-tendre l'auto-organisation globale de l'ensemble du cytosquelette d'actomyosine dans les cellules. Alors que la formation des réseaux de filaments d'actine tels que les fibres de contrainte ou les arcs transversaux dépend évidemment de la polymérisation et de la réticulation de l'actine, il est bien connu que l'inhibition de l'assemblage et/ou de l'activité des filaments de myosine entraîne la désintégration de ces réseaux. Nous émettons l'hypothèse que les forces mécaniques entre les filaments de myosine jouent un rôle important dans l'organisation et le maintien de ces structures. Une question intéressante est de savoir comment l'organisation ordonnée des faisceaux d'actomyosine affecte la contractilité cellulaire globale. Dans le muscle cardiaque, davantage de myofibrilles enregistrées ont tendance à battre de concert [76] générant des forces de battement plus importantes, mais une étude plus approfondie est nécessaire sur la relation entre l'empilement des filaments de myosine et la contractilité dans les cellules non musculaires. Les fonctions d'organisation ordonnée des filaments de myosine II dans l'anneau contractile [115] et la ceinture d'adhérence [131, 132] ne sont pas non plus claires et offrent une piste intéressante pour de futures recherches. Dans l'ensemble, la découverte d'une organisation ordonnée globale des filaments de myosine II dans les cellules non musculaires ouvre une nouvelle page qui remet en question notre compréhension expérimentale et théorique du cytosquelette d'actomyosine non musculaire.

Accessibilité des données

Cet article n'a pas de données supplémentaires.

Intérêts concurrents

Nous déclarons que nous n'avons pas d'intérêts concurrents.

Le financement

F.S. reconnaît le soutien du CNRS, du Conseil européen de la recherche dans le cadre du septième programme-cadre de l'Union européenne (FP/2007-2013)/ERC Grant 310939, de l'initiative d'excellence Aix-Marseille Université AMIDEX, de l'ANR-ACHN et du LabEX-INFORM. S.S. reconnaît le financement de la Fondation israélienne pour la science, de la Fondation binationale pour la science américano-israélienne et des fondations familiales Villalon et Perlman. S.S. et K.D. remercier chaleureusement les collaborations précédentes avec B. Friedrich, D. Discher et S. Majkut. K.D. reconnaît le soutien de l'Université de Chicago Materials Research Science and Engineering Center financé par la National Science Foundation sous le numéro de récompense DMR-1420709. A.D.B. reconnaît le soutien de la National Research Foundation, du bureau du Premier ministre de Singapour et du ministère de l'Éducation dans le cadre du programme Research Centers of Excellence (réf. R-714-006-006-271). A.D.B. participe également au projet européen Horizon 2020 InCeM dans le cadre de la subvention Marie Sklodowska-Curie no. 642866, et le programme Maimonides sur la mécano-transduction et la biologie intégrative soutenus par le ministère des Sciences, de la Technologie et de l'Espace, Israël, et le ministère des Affaires étrangères et le ministère de l'Enseignement supérieur et de la Recherche de France.


↵ ¶ À qui la correspondance doit être adressée à : Department of Biology, San Diego State University, 5500 Campanile Drive, Life Sciences 371, San Diego, CA 92182-4614. Courriel : sbernstinsolation.sdsu.edu .

↵ † Adresse actuelle : Cardiovascular Branch, National Heart, Lung, and Blood Institute, National Institutes of Health, Building 10-CRC, Room 5-3288, 10 Center Drive, Bethesda, MD 20892.

↵ § Adresse actuelle : Department of Biology, Rensselaer Polytechnic Institute, 110 8th Street, Troy, NY 12180.

Ce document a été soumis directement (Track II) au bureau du PNAS.

Abréviations : IFM, muscle de vol indirect pCa, -log10 concentration en calcium après-midi, transgène de la paramyosine après-midi S10A , après-midi avec Ser-10 remplacé par Ala après-midi S18A , après-midi avec Ser-18 remplacé par Ala après-midi S-A3 , après-midi avec Ser-10, -13 et -18 remplacés par Ala après-midi S-A4 , après-midi avec Ser-9, -10, -13 et -18 remplacés par Ala pm 1 , mutant nul fonctionnel de la paramyosine.